페럼옥시톨이 MDSC 활성을 억제하여 LPS 유도 패혈증 면역억제 완화

초록

패혈증 유도 면역억제는 치료 실패의 주요 원인 중 하나로 인식된다. 강력한 면역억제 특성을 가진 골수유래억제세포(MDSC)는 패혈증에서 확장되는 것으로 보고되었다. FDA 승인 철분 보충제인 페럼옥시톨(FMT)은 종양에서 면역조절 특성을 가진 것으로 알려졌으나, FMT가 MDSC 기능을 변화시켜 후기 패혈증 면역억제를 감소시키는지 여부는 불분명했다. 본 연구에서는 FMT가 MDSC에 면역조절 효과를 발휘하여 패혈증 후기 단계의 리포폴리사카라이드(LPS) 유도 면역억제를 완화함을 보였다. FMT를 내재화한 세포 분리 및 세포내 철 함량 검출 결과 MDSC가 FMT를 섭취함을 확인하였다. 저용량 FMT는 MDSC 생존율에 영향을 주지 않았으나, MDSC 증식을 in vitro에서 억제하였다. 또한 FMT는 MDSC에서 Arg-1, S100A8, S100A9, p47phox 발현 수준과 ROS 생성을 유의하게 감소시켰다. FMT는 과립구성 MDSC(G-MDSC) 비율을 감소시키고 MDSC의 대식세포 분화를 촉진하였다. 나아가 FMT는 폐에서 백혈구 모집과 폐포벽 비후, 간 괴사 영역 및 간기능 장애 생화학적 지표를 감소시켰다. FMT는 LPS 유도 패혈증 쥐의 비장에서 G-MDSC와 단구성 MDSC(M-MDSC) 비율을 모두 감소시켰다. 주목할 점은 FMT가 G-MDSC와 M-MDSC 모두의 T세포 면역억제 기능을 감소시켰다는 점이다. 예상대로 FMT는 LPS 자극 쥐에서 분리한 비장 CD11b⁺Gr-1⁺ 세포에서 Arg-1과 p47phox 유전자 발현을 유의하게 감소시켰다. 이러한 데이터는 FMT가 Arg-1과 ROS 생성을 감소시켜 MDSC의 면역억제 기능을 저하시킴으로써, 후기 패혈증의 장기 면역억제를 감소시킬 수 있음을 시사한다.

서론

식품의약국(FDA) 승인 철분 보충제인 FMT는 만성 신장병(CKD) 성인의 철결핍성 빈혈 치료에 사용되어 왔으며[1], 조영제와 약물 전달체로도 널리 이용된다[2]. 선행 연구에서 FMT가 M2 대식세포를 높은 CD86⁺, TNF-α 양성 M1 대식세포 아형으로 표현형 전환시키는 등 면역조절 특성을 가짐이 보고되었다[3, 4]. 그러나 FMT가 다른 면역세포에 미치는 영향은 조사되지 않았다.

MDSC는 강력한 면역억제 능력을 가진 미성숙 골수세포의 이질적 집단이다[5]. 쥐에서 MDSC는 Gr-1⁺CD11b⁺ 세포로 식별되며, 인간 MDSC는 Gr-1 동족체가 없어 CD14⁻HLA-DR⁻CD11b⁺CD33⁺ 또는 CD14⁺HLA-DR⁻CD11b⁺CD33⁺ 세포로 정의된다[6]. MDSC는 과립구성(PMN-MDSC/G-MDSC)과 단구성(M-MDSC) 두 큰 그룹으로 구성되며, 두 집단 모두 iNOS, ROS, Arg-1 생성을 통해 면역억제 기능을 수행한다. Arg-1 활성 증가는 L-아르기닌을 고갈시키고, L-아르기닌 부족은 CD3 제타 사슬 발현 감소를 통해 T세포 증식을 억제한다. iNOS는 NO를 생성하여 T세포의 JAK3와 STAT6 기능 및 MHC II 발현을 억제한다. ROS는 T세포 수용체의 번역 후 수정을 유도하고 항원 특이적 T세포 무반응을 초래할 수 있다[7]. M-MDSC는 단구 전구체에서 발생하며 적절한 사이토카인 조건 하에서 대식세포와 수지상세포로 분화할 수 있다. MDSC에 대한 대부분의 지식은 암 연구에서 비롯되었다. 최근 급만성 염증 질환, 화상, 자가면역 질환 등에서도 MDSC 확장이 기술되었다[8, 9]. 최근 생체 영상 연구에서 쥐의 식도와 비장 MDSC에서 형광 나노입자의 높은 섭취가 보고되었으나[10], FMT가 염증 질환 발병에 관여하는 MDSC 기능을 변화시키는지 여부는 불분명했다.

패혈증은 심각한 감염에 대한 조절 장애된 숙주 염증 반응으로 생명을 위협하는 장기 기능 장애를 초래하며, 중환자실 사망의 가장 흔한 원인이다. 패혈증은 압도적인 염증 촉진 반응을 개시하며, 조기 치료하지 않으면 빠르게 장기 면역억제로 전환된다. MDSC 확장은 패혈증 동물 모델의 비장과 림프절[8, 11], 패혈증 환자[12-14]에서 기술되었다. MDSC 같은 면역억제 세포 활성화는 선천 면역 체계의 과민 반응을 적절히 제어하는 데 중요하지만, 과도한 확장은 과면역억제를 초래하여 후기 패혈증에서 이차 감염과 사망의 주요 원인이 된다. MDSC 증가는 림프구 증식 억제와 상관관계를 보인다. MDSC가 골수에서 표현형을 획득한 후 이차 림프 기관으로 이동하여 LPS 면역억제 쥐에서 T세포 반응을 억제하고 증식을 억제함이 보고되었다[8]. 장기 패혈증 환자 대부분은 면역억제 상태를 보이며, 패혈증 사망 대부분은 후기 패혈증 면역억제 때문이다. MDSC 제거는 면역 반응 복원을 통해 후기 패혈증에 유익할 수 있다[15]. 따라서 우리는 FMT가 MDSC 기능을 조절하여 후기 패혈증 면역억제를 감소시킬 수 있다고 가정하였다.

여기서 우리는 FMT가 MDSC에 면역조절 효과를 가짐을 보였다. FMT의 자기적 특성을 이용해 MDSC가 in vitro에서 FMT를 식균함을 밝혔다. 또한 FMT가 Arg-1과 ROS 하향조절을 통해 MDSC 면역억제 기능을 약화시킴을 확인하였다. 나아가 in vivo 실험에서 FMT가 MDSC의 T세포 억제 능력을 약화시킴으로써 LPS 유도 패혈증 쥐의 후기 단계를 개선함을 확인하였다. 우리 데이터는 FMT의 면역조절 기능이 후기 패혈증에서 발생하는 면역억제 치료에 활용될 수 있음을 시사한다.

재료 및 방법

실험 쥐

수컷 C57BL/6 쥐(8-10주령)를 난징대학교 모델동물연구센터(중국 난징)에서 구입하였다. 쥐는 특정 병원체 무감염(SPF) 조건에서 24시간 명암 주기 하에 사육되었으며, 사료와 물을 자유롭게 섭취하게 하였다. 모든 쥐 실험은 난징대학교 기관동물관리사용위원회 승인을 받았다.

프루시안 블루 염색

세포내 FMT 분포는 펄 프루시안 블루 염색 키트(솔라비오, 중국)를 제조사 지침에 따라 사용하여 검출하였다. 간단히, 세포를 4% 파라포름알데히드로 15분 고정하고, 10% 페로시안화칼륨으로 25-30분 배양한 후 세척하고 핵고속 적색으로 10분 대조 염색하였다. 세포질에 청색 입자를 포함하는 세포를 프루시안 블루 양성으로 판정하였다.

골수유래 MDSC 생성

야생형 쥐의 대퇴골과 경골에서 골수 세포를 채취하여 적혈구 용해 후 얻었다. 골수 세포를 10% FBS, 1% 페니실린/스트렙토마이신(Gibco, CA), 40 ng/mL GM-CSF(Miltenyi Biotech, 독일), 40 ng/mL IL-6(Miltenyi Biotech, 독일)를 함유한 완전 RPMI-1640 배지에서 37°C, 5% CO₂ 인큐베이터에서 4일간 배양하였다. 비부착 세포를 수집하여 추가 실험에 사용하였다.

세포 생존율 분석

세포 생존율은 셀 카운팅 키트-8(도지노, 일본)을 제조사 지침에 따라 분석하였다. 간단히, MDSC(5×10³)를 96웰 플레이트에 접종하고 37°C, 5% CO₂에서 배양한 후 처리하였다. 배지를 다양한 농도(250, 500, 1000, 2000 μg/mL)의 FMT를 함유한 신선한 배지로 교체하고 24시간 배양하였다. 상등액을 제거하고 CCK-8 용액을 함유한 신선한 배지를 첨가한 후 37°C에서 3시간 배양하였다. 흡광도를 Gen5 마이크로플레이트 리더(BioTek, USA)로 450 nm에서 측정하였다.

총 RNA 분리 및 실시간 PCR

TRIzol 시약(Invitrogen, USA)으로 세포에서 총 RNA를 추출하고 NanoDrop 분광광도계(Thermo Scientific, USA)로 정량한 후 HiScript II 1st strand cDNA 합성 키트(Vazyme Biotech, 중국)로 역전사하였다. 실시간 정량 PCR은 SYBR Green PCR 키트(Bio-Rad, USA)와 Applied Biosystems StepOne-Plus 시스템(Applied Biosystems, USA)을 사용하여 수행하였다. 유전자 발현은 2^-ΔΔCt 법으로 GAPDH로 정규화하였다. 프라이머 서열은 추가 파일 1: 표 S1에 기재하였다.

유세포 분석

조직을 콜라게나제 D형(1 mg/mL)과 DNase I(0.1 mg/mL)을 함유한 HBSS에서 37°C 30분 처리하여 단일 세포 현탁액을 제조하고, 비장 적혈구를 용해시켰다. 세포 현탁액을 70-μm 셀 스트레이너로 여과하고 300 g, 4°C에서 5분 원심분리하여 림프구를 수집하였다. 세척 후 세포를 즉시 형광활성화 세포 분류용으로 준비하였다. 단일 세포를 FcR 차단 시약(Miltenyi Biotech, 독일)으로 10분 처리한 후 다음 항체 접합체로 20분 염색하였다: FITC-항-CD11b, 항-CD11c, 항-CD4, 항-CD8; PE-항-Ly6G; APC-항-Ly6C, 항-CD3, 항-F4/80, 항-MHC II(BioLegend, CA). 세척 후 FACS Calibur(BD, CA)로 검출하고 FlowJo 7.6(Tree Star, USA)으로 분석하였다.

H&E 염색

간과 폐 조직을 4% 인산완충 포르말린에 고정하였다. 고정 조직을 파라핀에 포매하고 5-μm 두께 절편을 제조하여 헤마톡실린-에오신으로 염색 후 광학현미경으로 관찰하였다.

효소면역분석법(ELISA)

혈청 TNFα, MCP-1, IL-1β 수치를 특정 ELISA 키트(다케웨, 중국)로 제조사 지침에 따라 측정하였다. 각 샘플을 이중으로 실행하였다.

ROS 검출

세포내 ROS는 2,7-디클로로디하이드로플루오레세인 디아세테이트(DCFH-DA) 키트(베이오타임, 중국)로 제조사 지침에 따라 측정하였다. 간단히, 세포를 PBS로 2회 세척 후 5 μM DCFH-DA로 37°C 암소에서 30분 배양하고, RPMI-1640 배지로 세척 후 PBS에 재현탁하였다. 유세포계(BD, CA)로 세포내 녹색 형광을 분석하였다.

T세포 증식 분석

야생형 쥐 비장에서 CD3ε MicroBead 키트(Miltenyi Biotech, 독일)로 총 CD3⁺ T세포를 농축하고 CFSE 염색(Invitrogen, USA)하였다. 항-CD3/CD28 항체 유도 T세포 증식을 위해 T세포를 항-CD3 항체(1 μg/mL)와 항-CD28 항체(1 μg/mL)로 활성화하였다. FMT 처리 또는 대조군 쥐 비장에서 Myeloid-Derived Suppressor Cell Isolation 키트(Miltenyi Biotech, 독일)로 G-MDSC(Gr-1^highLy-6G⁺)와 M-MDSC(Gr-1^dimLy-6G⁻)를 제조사 지침에 따라 분리하였다. MDSC를 CFSE 표지 CD3⁺ T세포와 1:1 비율로 96웰 평바닥 플레이트에서 3일간 공동배양하였다. CFSE는 분열 시 딸세포에 균등 분배되므로 유세포분석으로 증식을 측정하였다. 분리 후 세포 순도는 >90%였다.

통계 및 데이터 분석

모든 통계는 GraphPad Prism 6(GraphPad Software, CA)로 계산하였으며 평균 ± 표준편차(SD)로 나타내었다. 두 그룹 간 차이는 Mann-Whitney U 검정 또는 비대응 양측 Student's t 검정으로 분석하였다. 다중 그룹 비교에는 일원분산분석(ANOVA)을 사용하였다. 모든 실험을 최소 3회 반복하였다. p < 0.05인 차이를 통계적으로 유의한 것으로 간주하였다.

결과

다수의 MDSC가 FMT를 섭취함

FMT를 내재화한 세포가 MACS MicroBeads로 분리되는지 확인하기 위해, FMT(1000 ng/mL)로 24시간 처리한 대식세포에서 프루시안 블루 염색으로 세포내 철 함량을 검출하였다. 세포를 자기 분리 전, 자기 선택된 FMT 양성 세포(FMT+), 자기 비분리 세포(FMT-) 세 그룹으로 나누었다. 프루시안 블루 염색 결과 자기 선택된 세포 대다수가 프루시안 블루 양성이었다(그림 1a). MDSC, 대식세포, 수지상세포(DC)의 FMT 식균 능력 비교를 위해, FMT로 6, 12, 24, 48시간 처리한 순수 C57BL/6 쥐 비장세포를 분리하였다. 비장세포를 자기 분리 전과 FMT 양성 세포 두 부분집합으로 나누었다. 유세포분석 결과 MDSC의 거의 60%, 대식세포의 60% 이상이 12-48시간 후 FMT를 축적하였다(그림 1b, c). DC는 24시간에 약 40%만 FMT 양성이었다. 이 데이터는 대식세포처럼 MDSC도 FMT를 섭취할 수 있으며 FMT가 MDSC 기능에 영향을 줄 수 있음을 시사한다.

FMT가 in vitro에서 MDSC 증식 억제

FMT가 M2 대식세포를 높은 CD86⁺, TNF-α 양성 M1 대식세포 아형으로 표현형 전환시킴이 보고되었다[3]. 다수의 MDSC가 FMT를 섭취할 수 있으므로 FMT가 MDSC 기능을 변화시킬 것이라 가정하였다. 먼저 CCK8 세포 생존율 분석으로 FMT(250, 500, 1000, 2000 μg/mL)의 MDSC 세포독성 효과를 평가하였다. 결과적으로 저용량에서 FMT는 세포 생존율에 영향을 주지 않았으며, 최대 용량 2000 μg/mL에서만 중간 정도의 세포독성을 보였다(그림 2a). 이어서 다양한 FMT 농도가 MDSC 생성에 미치는 영향을 시험하였다. 순수 C57BL/6 쥐에서 분리한 골수 세포를 배지 또는 다양한 FMT 농도(250, 500, 1000, 2000 μg/mL)로 4일간 처리하고, 4일째 유세포분석으로 특성화하였다. GM-CSF와 IL-6는 0일째 첨가하였다. 3회 독립 실험 결과 FMT 1000, 2000 μg/mL에서 MDSC 증식이 유의하게 감소하였다(그림 2b, c).

FMT가 MDSC 면역억제 능력 감소

MDSC는 T세포 증식과 효과 기능을 억제하는 여러 기전을 사용하며, 가장 잘 알려진 것은 ROS와 Arg-1 생성이다. NAD 인산 산화효소(NOX) 복합체의 p47phox 성분 발현은 MDSC에서 ROS 생성에 관여한다[5]. S100A8/A9가 MDSC에서 자가분비 염증 루프로 합성·분비되며 쥐 모델에서 수지상세포 기능 억제에 중요함이 보고되었다[16]. FMT가 MDSC 기능을 변화시킬 수 있는지 확인하기 위해 앞서 기술한 방법으로 골수유래 MDSC를 얻고, RT-PCR로 FMT 처리 MDSC와 미처리 대조군의 mRNA 발현을 측정하였다. 결과적으로 FMT 처리 MDSC에서 Arg-1, S100A8, S100A9, p47phox 발현 수준이 미처리 MDSC 대비 유의하게 감소하였다(그림 3a-h). 다음으로 대조군 MDSC와 FMT 처리 MDSC의 ROS 수준을 평가하였다. FMT 처리 MDSC에서 대조 세포 대비 유의하게 낮은 ROS 수준을 보였다(그림 3i, j). 이어서 FMT 처리군과 미처리군의 MDSC 아집단 변화를 비교하였다. FMT가 G-MDSC 비율을 감소시켰으며, M-MDSC는 약간 증가하는 경향을 보였다(그림 3k, l).

FMT가 MDSC의 대식세포 분화 촉진

FMT가 MDSC의 최종 대식세포 분화를 자극하는지 확인하기 위해, 0일째 1000 μg/mL FMT로 처리하고 1, 3, 5일째 대식세포 관련 표지자 CD11b와 F4/80에 대해 유세포분석을 수행하였다. 결과적으로 1000 μg/mL FMT 첨가 1일 후 대식세포 비율이 미처리 세포 대비 2배 이상 유의하게 증가하였다. 마찬가지로 3일, 5일 후에도 FMT 처리군에서 대식세포 비율이 유의하게 증가하였다(그림 4a, b).

FMT가 LPS 유도 패혈증 쥐 증상 완화

패혈증은 조직 손상과 연관되어 장기 부전과 내피 기능 장애를 초래한다고 보고되었다[17]. FMT가 후기 패혈증 증상을 감소시키는지 조사하기 위해 실험 쥐에서 10일 후 장기 손상 정도를 평가하였다. LPS 유도 패혈증에서 폐 조직병리 검사 결과 FMT가 차량 처리 쥐 대비 백혈구 모집과 폐포벽 비후를 감소시켰다. H&E 염색에서도 FMT 처리 쥐에서 간 괴사 영역이 차량 처리 쥐보다 작았다(그림 5a, b). 또한 이 동물에서 간기능 장애 생화학적 지표로 사용된 혈청 아스파르트산 아미노전이효소(AST) 수치가 FMT 처리 쥐에서 대조군 대비 유의하게 낮았다(그림 5c). 그러나 알라닌 아미노전이효소(ALT) 수치에는 영향이 없었다(그림 5d). 또한 패혈증은 염증성 사이토카인 생성 증가 같은 부작용과 연관되므로 혈청 염증성 사이토카인 수준 변화를 평가하였다. LPS 주사 3시간 후 혈청 TNF-α 수치가 FMT 처리 쥐에서 약간 낮았으나 유의하지 않았으며, MCP-1이나 IL-1β 수치에는 FMT 처리군과 차량 처리군 간 차이가 없었다(그림 5e-g).

FMT가 LPS 유도 패혈증 쥐 비장 MDSC 수 감소

패혈증 관련 면역억제가 사망률을 증가시킨다는 증거가 축적되고 있으며[18], MDSC는 면역억제 네트워크의 주요 구성요소로 간주된다[8]. G-MDSC가 패혈증 환자에서 더 특이적으로 확장되며 패혈증 유도 면역억제의 주요 행위자로 나타난다[12]. FMT가 야생형 쥐에서 MDSC 집단을 조절하는지 확인하기 위해 C57BL/6 쥐에 1시간과 5일째 정맥으로 FMT를 투여하였다. 결과적으로 대조군과 FMT 단독 처리군 간 비장과 골수 MDSC 비율에 유의한 차이는 없었다(그림 6a, e). 주목할 점은 FMT가 골수와 비장 모두에서 LPS 의존적 CD11b⁺Gr-1⁺ 세포 확장을 감소시켰으며(그림 6a, e), 이는 in vitro 연구와 일치한다. 또한 FMT는 비장에서 G-MDSC와 M-MDSC 비율을 모두 감소시켰으나, 골수에서는 G-MDSC 비율만 감소시켰다(그림 6c, g). 이 데이터는 FMT가 LPS 유도 패혈증 쥐 비장 MDSC 수를 감소시킴을 나타낸다.

FMT가 in vivo에서 MDSC의 T세포 면역억제 특성 감소

CD4, CD8 T세포를 포함한 다중 면역세포 집단의 수적 감소는 패혈증 후 적응 면역 반응의 주요 특징이며, 사망 위험 증가 및 기타 불량 예후와 연관된다[19, 20]. MDSC가 패혈증 환자에서 T세포 제타 사슬 발현 손상을 통해 T세포 증식을 억제함이 보고되었다[21]. 후기 패혈증에서 림프구 비율을 평가하기 위해 마우스 패혈증 모델에서 비장 CD4, CD8 T세포 비율을 측정하였다. 결과적으로 FMT가 LPS 유도 쥐 비장에서 CD4, CD8 T세포를 증가시켰다(그림 7a, b). FMT 단독 처리군과 대조군 간 비장 CD4, CD8 T세포 비율 차이는 없었다(그림 7a, b). MDSC가 in vivo에서 T세포 증식 억제 역할을 추가 확인하기 위해, 차량 또는 FMT 처리 LPS 자극 쥐 비장에서 MACS로 G-MDSC와 M-MDSC를 분리하여 CD3 T세포와 1:1 비율로 공동배양하였다. 결과적으로 FMT 처리가 G-MDSC와 M-MDSC 모두의 T세포 면역억제 기능을 감소시켰다(그림 7e, f). 또한 쥐 비장에서 분리한 MDSC에서 Arg-1과 p47phox 발현 수준을 측정하였다. 예상대로 FMT 처리 LPS 자극 쥐에서 분리한 비장 CD11b⁺Gr-1⁺ 세포에서 Arg-1과 p47phox mRNA 발현이 LPS 자극 쥐 대비 유의하게 감소하였다(그림 7g, h). 이 데이터는 FMT가 Arg-1과 ROS 생성을 감소시켜 MDSC 면역억제 기능을 저하시킴으로써, 후기 패혈증의 장기 면역억제를 감소시킬 수 있음을 시사한다.

논의

FDA 승인 철분 보충제 FMT는 약물 전달체와 MRI 조영제로 널리 사용되어 왔다. FMT가 M1 대식세포 분극을 유도하여 염증 촉진 면역 반응으로 암 성장을 억제함이 밝혀져[3], FMT가 면역조절 기능을 가짐을 시사하였다. 본 연구에서 FMT 처리 MDSC와 대조 미처리 MDSC의 표현형과 기능을 비교하여 FMT의 MDSC에 대한 효과를 평가하였다. 선행 연구에서 MDSC가 자기 나노입자를 섭취할 수 있음이 보고되었으며[10], 우리 데이터는 FMT가 Arg-1과 ROS 하향조절을 통해 비장 MDSC 면역억제 기능을 약화시킴을 추가로 입증하였다. 또한 FMT가 MDSC 분화에 직접적 효과가 있음을 보여주었으며, in vitro 실험에서 5일 후 약 5분의 1 세포가 고르게 대식세포로 분화하였다. FMT 노출 대식세포 표현형은 조사하지 않았으나, 염증 촉진 M1 아형일 것이라 가정하였다. 결과는 FMT가 MDSC 분화와 성숙을 개선함으로써 후기 패혈증에서 관찰된 MDSC 집단 감소를 뒷받침함을 명확히 보여준다.

패혈증은 시간이 지남에 따라 변하는 복잡한 면역 반응을 개시하며, 염증 촉진 및 항염증 반응이 동반된다. 선행 연구에서 패혈증 초기 사망은 과도한 염증 때문임이 밝혀졌다. Derive 등은 10일차 MDSC를 패혈증 쥐에 입양 이식하여 복강 사이토카인 생성을 약화시키고 생존율을 개선함[22]. 최근 Namkoog 등은 클래리트로마이신 사전 처리가 CD11b⁺Gr-1⁺ 세포 집단을 확장시킴으로써 LPS 유도 쇼크 마우스 모델에서 생존율을 향상시킴을 관찰하였다[23]. 그들은 MDSC가 패혈증에서 보호적 역할을 한다고 기술하였으나, 이는 패혈증 초기 단계에 관한 것임에 유의해야 한다. 대부분의 패혈증 환자는 급속한 심오한 면역억제 징후를 보이며, 이 단계 사망은 주로 기회 병원체에 의한 이차 병원 내 감염 획득 때문이다[24]. 과도한 MDSC 증식은 지속적 면역억제 생리 증후군을 촉진하여 불량 예후를 초래할 수 있다[25]. McClure 등은 쥐가 후기 면역억제 상태에 진입한 후 MDSC 이식에서 보호 효과를 관찰하지 못하였다[26]. 그들은 앞서 MDSC가 진행성 패혈증 쥐의 골수, 비장, 림프절에서 대량 확장되어 패혈증 유도 T세포 억제에 기여함을 보였다[11]. 또한 Uhel은 M-MDSC와 G-MDSC가 패혈증 환자 T세포 기능 장애에 강력히 기여함 보고[12]. 우리 데이터는 FMT가 MDSC 비율을 유의하게 감소시키고 MDSC 기능을 약화시켜 후기 패혈증에서 쥐 T세포 수를 복원함을 입증하였다. 따라서 패혈증에서 MDSC 역할을 연구할 때 초기와 후기 단계를 명확히 구분하는 것이 중요하다.

Mohus 등은 철 결핍이 미래 균혈증 위험 증가와 연관되어, 저철 환경에서 세균 철 격리에 비해 면역 방어 기전이 억제될 수 있음을 시사하였다[27]. 철 보충 연구에서 정맥 철 요법이 감염 위험 증가와 연관됨이 보고되는 등 논란이 존재한다[28]. 철 보충제는 물리화학적 특성이 크게 달라 생물학적 특성도 다르다는 점에 유의해야 한다[29]. FMT는 철 핵이 탄수화물 껍질로 싸여 있어 낮은 독성, 라이소좀 섭취 및 분해 특성을 가진다[30, 31]. FMT가 환자나 동물 모델에서 간독성을 일으키지 않으며 일반적으로 2개월 내 대사됨 보고[32]. 우리 데이터는 FMT가 초기 패혈증에서 염증성 사이토카인 생성을 증가시키지 않음을 보여주어, 패혈증에서 FMT 투여가 가능함을 시사한다.

결론

본 연구는 FMT의 새로운 면역조절 특성을 입증하였으나, FMT의 MDSC 억제 기전을 규명하기 위한 추가 연구가 필요하다. 나아가 패혈증 관련 면역억제 치료를 위한 매력적인 치료적 접근법을 제공하며, MDSC 표적화가 패혈증 중 면역 반응 복원을 위한 유망한 새로운 옵션이 될 수 있음을 제시한다.

데이터 및 재료 가용성

현재 연구에서 사용 및/또는 분석된 데이터셋은 합리적 요청 시 교신저자로부터 제공 가능하다.

약어

ALT:

알라닌 아미노전이효소 (Alanine aminotransferase)

Arg1:

아르기나제 1 (Arginase 1)

AST:

아스파르트산 아미노전이효소 (Aspartate aminotransferase)

FMT:

페럼옥시톨 (Ferumoxytol)

G-MDSCs/PMN-MDSCs:

다형핵 MDSC/과립구성 MDSC (Polymorphonuclear MDSCs/granulocytic MDSCs)

HE:

헤마톡실린-에오신 (Hematoxylin-eosin)

IL-1β:

인터루킨-1β (Interleukin-1β)

iNOS:

유도성 일산화질소 합성효소 (Inducible nitric oxide synthase)

LPS:

리포폴리사카라이드 (Lipopolysaccharide)

MCP 1:

단구 화주단백 1 (Monocyte chemotactic protein 1)

MDSC:

골수유래억제세포 (Myeloid-derived suppressor cell)

MHC II:

주조직적합성 복합체 (Major histocompatibility complex)

M-MDSCs:

단구성 MDSC (Monocytic MDSCs)

PBS:

인산완충 생리식염수 (Phosphate-buffered saline solution)

ROS:

활성산소종 (Reactive oxygen species)

TLR:

톨유사수용체 (Toll-like receptor)

TNF-α:

종양괴사인자 α (Tumor necrosis factor α)