미셀 나노결정의 계면 불안정성 기반 제조 공정에서 에멀젼 액적 크기와 계면활성제의 역할 조사

결과 및 토론

우리와 다른 사람들은 최근 생물학적 응용을 위한 복합 나노입자를 형성하기 위해 나노결정을 캡슐화하는 계면 불안정성 방법을 도입했습니다. 그러나 우리는 QD의 형광 강도에 대해 재현할 수 없고 때로는 상충되는 결과를 자주 접했습니다(QD는 여기에서 나노결정의 모델로 사용되었습니다). 이 문제는 산업체와 진료소로의 번역을 위해 해결되어야 합니다. 제조 공정 전반에 걸쳐 관련된 많은 요인(예:용매, 폴리머, 온도, "마이크로 반응기" 크기)은 형광 손실 및 재현 불가능한 결과를 초래할 수 있습니다. 우리는 관련된 다양한 요소를 조사했으며 "마이크로 반응기"(에멀젼 액적) 크기가 이와 관련하여 핵심 요소이며 계면 활성제 PVA의 사용이 밀접하게 관련된 요소라는 것을 발견했습니다. 아래에서는 주로 에멀젼 액적 크기와 계면활성제 PVA의 영향에 대한 결과를 설명합니다.

우리는 기계적 강도가 크게 다른 두 가지 유화 방법의 효과, 즉 수동 진탕(혼합물을 수동으로 격렬하게 흔드는 것)과 목욕 초음파 처리(욕조 초음파 분쇄기에서 혼합물을 초음파 처리)의 효과를 비교했습니다. 우리는 이 두 가지 방법 모두 유기 용매의 증발 후 결국 투명하고 균질한 분산으로 이어질 수 있다는 것을 발견했으며, 이는 성공적인 나노결정 캡슐화 미셀 형성을 나타냅니다(그림 1b, c, 하단). 투명하고 균질한 시각적 외관은 계면 불안정성 기반 제조 공정에서 성공적인 미셀 형성의 간단하고 편리한 지표로 일반적으로 사용되기 때문에 이전에는 미셀 제품에 대한 다양한 유화 방법의 잠재적 영향이 간과되었습니다. 우리는 광학 현미경을 사용하여 이 두 가지 다른 유화 방법에 의해 생성된 에멀젼 액적의 크기를 각각 조사했으며, 수동 진탕 방법은 ~25μm(직경) 액적을 초래하는 반면 목욕 초음파 처리 방법은 ~3μm( 직경) 것(그림 1b, c, 상단). 평균 크기와 크기 분포를 얻기 위해 광학 현미경 이미지를 사용하여 각 샘플에 대해 대략 500개의 액적 크기를 측정했습니다. 통계 분석(학생의 t test)는 수동 흔들림(~25μm)과 초음파 처리(~3μm)에 의해 형성된 액적의 평균 크기 사이의 차이가 통계적으로 유의함을 보여줍니다(P <0.001). 중요하게도, 우리는 또한 이 두 가지 다른 유화 방법이 위에서 언급한 두 가지 크기 범위에서 각각 에멀젼 액적 크기를 일관되게 생성한다는 것을 확인하기 위해 대조 실험을 수행했습니다. ~25μm 에멀젼 액적(유사한 크기 분포 포함) 및 다양한 시간(0.5, 1, 2분)의 목욕 초음파 처리에서 모두 ~3μm 에멀젼 액적(유사한 크기 분포, 추가 파일 1:그림 S1)이 생성되었습니다. .

유기 용매 증발 후 에멀젼 액적 및 생성된 QD 캡슐화 미셀의 시각적 관찰. 아 PVA를 사용하지 않았습니다. 에멀젼 방울이 거의 또는 전혀 형성되지 않았습니다(상단 이미지 ); 유기 용매 제거 시 QD 캡슐화 미셀이 거의 또는 전혀 형성되지 않았습니다(하단 이미지 , 삽입 빨간색을 여기시키기 위해 휴대용 UV 램프를 사용하여 해당 형광 이미지를 보여줍니다. QD 형광). ㄴ 수동 진탕을 사용하여 에멀젼 액적을 형성했습니다. ~25μm의 에멀젼 방울이 형성되었습니다(상단 이미지 , 삽입 500개 방울의 이미지 분석에서 방울 크기 측정 결과를 보여줍니다. 또한, 다양한 흔들림 시간으로 인한 크기 변화가 최소인 것으로 나타났습니다(그림 S1). 유기 용매를 제거하면 투명하고 균질한 분산이 형성되어 나노결정으로 캡슐화된 미셀이 성공적으로 형성되었음을 나타냅니다(하단 이미지 , 삽입 빨간색을 여기시키기 위해 휴대용 UV 램프를 사용하여 해당 형광 이미지를 보여줍니다. QD 형광). ㄷ 목욕 초음파 처리를 사용하여 에멀젼 액적을 형성했습니다. ~3μm의 에멀젼 방울이 형성되었습니다(상단 이미지 , 삽입 500개 방울의 이미지 분석에서 방울 크기 측정 결과를 보여줍니다. 또한 다양한 흔들림 시간으로 인한 크기 변화가 최소인 것으로 나타났습니다(그림 S1). 유기 용매를 제거하면 투명하고 균질한 분산이 형성되어 나노결정으로 캡슐화된 미셀이 성공적으로 형성되었음을 나타냅니다(하단 이미지 , 삽입 빨간색을 여기시키기 위해 휴대용 UV 램프를 사용하여 해당 형광 이미지를 보여줍니다. QD 형광). 특정 샘플의 에멀젼 액적 크기를 분석하기 위해 먼저 에멀젼 액적의 광학현미경 이미지를 촬영한 다음 무료 소프트웨어 ImageJ로 ~500개 액적의 직경을 측정하여 평균 크기와 크기 분포를 얻었습니다. 샘플의 에멀젼 방울

또한, 우리는 또한 계면활성제 PVA 없이 유화 처리를 수행했으며 광학 현미경 결과(그림 1a, 상단)로 판단할 때 거의 에멀젼 방울이 성공적으로 형성되지 않았으며 사실상 미셀이 성공적으로 형성되지 않음을 확인했습니다. 최종 제품에서 거의 완전한 상 분리(QD 침전)의 관찰, 즉 미셀 제품 형성 실패(그림 1a, 하단). 그림 1a의 결과는 계면 활성제 PVA가 에멀젼 액적("마이크로 반응기") 및 미셀(최종 제품)의 성공적인 형성을 위한 계면 불안정성 과정에서 필요함을 시사합니다. 이것은 PS-PEG가 본질적으로 양친매성이지만 시스템에 PS-PEG만 존재하면(PVA 없이) 계면 불안정성 과정에 필요한 에멀젼 액적을 제공할 수 없기 때문입니다.

생성물 분산액이 형성된 직후 투명하고 균질한 것으로 나타났지만(TEM 및 DLS 특성화 결과는 구형 및 단분산된 QD 캡슐화 미셀을 나타냄, 추가 파일 2:그림 S2), 위의 두 가지 서로 다른 에멀젼 액적 크기의 차이 유화 방법, 즉 수동 진탕 및 초음파 처리는 미셀 나노 결정 제품에서 큰 차이를 나타내는 것으로 나타났습니다. 우리는 4°C에서 40일 동안 수동 진탕과 초음파 처리에 의해 각각 형성된 미셀 QD(QD 캡슐화 미셀)의 형광 강도 변화를 측정하고 추적했습니다. 우리는 미셀의 경우 시간이 지남에 따라 형광 강도(형광 분광법으로 측정)가 미셀 형성 과정에서 유지되었지만 수동 흔들림(1분 동안, ~25μm 에멀젼 액적에서 형성)에 의해 형성된 양자점을 발견했습니다. 일) 미셀 QD의 형광 강도는 원래 형광 강도 수준의 약 50%로 점진적으로 감소하고 이후에는 일정하게 유지되었습니다(그림 2a). 대조적으로, 초음파 처리(30초 동안 ~3μm 에멀젼 액적에서 형성)에 의해 형성된 미셀 양자점은 전체 기간에 걸쳐 형광 강도(형광 분광법으로 측정)를 크게 유지했습니다(그림 2a). 또한 샘플을 4°C에서 10일 동안 방치한 후 수동으로 흔들고 초음파 처리하여 형성된 미셀 QD 분산액의 바닥 부분을 육안으로 관찰했습니다. 10일 보관 후 미셀의 바닥 부분에서 손으로 흔들어서(1분 동안) QD 분산액이 형성되었으며 육안으로 육안으로 가시적인 침전물이 관찰되었습니다(그림 2a, 삽입). 대조적으로, 10일 보관 후 초음파 처리(30초 동안)에 의해 형성된 미셀 QD 분산물의 하단 부분에서는 육안으로 육안으로 가시적인 침전물이 관찰되지 않았다(도 2a, 삽입). 이러한 결과는 두 유화 방법 모두 유사한 캡슐화 효율로 QD 캡슐화 미셀의 성공적인 형성으로 이어질 수 있지만 QD 캡슐화 미셀의 많은 부분이 더 큰 에멀젼 액적(~25μm, 1분 동안 수동 흔들어 생성)에 의해 형성됨을 시사합니다. )는 콜로이드적으로 불안정하고 시간이 지남에 따라 침전이 발생하여 분산에서 형광 손실이 발생하는 반면, 더 작은 에멀젼 액적(~3μm, 30초 동안 목욕 초음파 처리에 의해 생성됨)에 의해 형성된 모든 QD 캡슐화 미셀은 콜로이드적으로 안정하여 유지되었습니다. 장기간의 형광성(10일 저장 후 분산액에 대한 TEM 연구는 추가 파일 3:그림 S3에서 볼 수 있듯이 미셀 나노결정의 잘 유지된 형태를 보여주었습니다). 또한, 초음파 처리 시간을 30초에서 1분 2분으로 증가시켜 에멀젼 액적을 형성했을 때 QD 캡슐화 미셀이 콜로이드적으로 장기간 안정했지만 형광 강도가 급격히 감소한다는 것을 발견했습니다. 저장 시간 동안 안정적인 형광 강도로 판단되는 초음파 처리 시간 지속 시간(그림 2b). 그림 2b에 표시된 형광 손실은 강력하고 장기간의 기계적 처리에 의해 QD에 표면 결함이 생성되어 발생했을 가능성이 큽니다. 대조 실험에서, 클로로포름에 용해된 소수성 양자점의 형광 강도는 초음파 처리 시간이 증가함에 따라 초음파 처리에서 점차적으로 감소하는 것으로 밝혀졌으며(추가 파일 4:그림 S4), 이는 제안된 형광 손실 원인을 뒷받침합니다. 함께, 그림 2a, b는 계면 불안정성 프로세스에 의해 제작된 QD 캡슐화 미셀 시스템에서 형광 손실의 두 가지 주요 메커니즘, 즉 콜로이드적으로 불안정한 QD 캡슐화 미셀과 기계적 처리 생성 QD 표면 결함을 보여줍니다.

계면 불안정성 공정에 의해 제작된 QD 캡슐화 미셀의 형광 안정성. 아 수동 진탕(1분, 즉, ~25μm 액적) 또는 초음파 처리(30초, 즉, ~3)에 의해 형성된 에멀젼 액적과 함께 QD 캡슐화된 미셀에 대한 시간 경과에 따른 형광 강도의 변화(형광 분광법으로 측정) μm 방울), 각각. 삽입 수동 진탕(1분, 즉 ~25μm 액적) 또는 초음파 처리(30초, ~3 μm 방울), 각각. 패널 a QD 캡슐화 마이셀의 형광 손실의 한 원인은 콜로이드적으로 불안정한 QD 캡슐화 마이셀의 존재임을 나타냅니다. ㄴ 3가지 다른 초음파 처리 처리 시간 동안 초음파 처리에 의해 형성된 에멀젼 액적(즉, ~3μm 액적)이 있는 QD 캡슐화 미셀에 대한 시간 경과에 따른 형광 강도의 변화(형광 분광법으로 측정). 패널 b QD 캡슐화 미셀의 형광 손실의 한 원인은 강력하고 장기간의 기계적 처리에 의해 생성된 QD 표면 결함임을 나타냅니다.

이 두 가지 형광 소실 기전 중 QD 형광 소실이 QD 표면의 손상으로 인해 발생할 수 있다는 것은 잘 알려져 있지만 미셀의 일부가 콜로이드적으로 불안정하다는 결과는 우리를 놀라게 했습니다. 따라서 우리는 이 특정 메커니즘에 대한 추가 연구를 수행했습니다. 우리는 먼저 위에서 언급한 침전된 QD가 실제로 미셀(또는 미셀과 같은 어셈블리 구조)에 캡슐화되었는지 여부를 질문했습니다. 이러한 침전물로 분산액을 흔드는 것만으로도 분산액의 형광 강도를 원래 수준으로 되돌릴 수 있음을 발견했습니다(그림 3a, 왼쪽). 대조적으로, 물에 침전된 소수성 양자점에 대해 동일한 처리를 사용한 대조 연구에서는 형광 강도의 그러한 증가가 나타나지 않았습니다(그림 3a, 오른쪽). 또한, 10일 보관 후 수동 진탕에 의해 형성된 제품 샘플의 바닥 부분의 투과 전자 현미경(TEM) 이미지는 큰 구형 및 비구형 구조로 클러스터링된 많은 QD를 보여주었다(그림 3b, 왼쪽). 대조적으로, 저장 10일 후 초음파 처리에 의해 형성된 제품 샘플의 하단 부분에서 해당 TEM 이미지는 구형 구조로 클러스터링된 소수의 QD만 보여주었습니다(그림 3b, 중간). 따라서 이러한 결과는 침전된 QD가 실제로 미셀 또는 미셀과 같은 조립 구조에 캡슐화되었음을 보여줍니다. 즉, 이러한 QD는 네이키드 소수성 QD가 아닙니다. 그런 다음 우리는 이러한 콜로이드적으로 불안정한 미셀(또는 미셀과 유사한 조립 구조)의 화학적 성질이 무엇인지 질문했습니다. PS-PEG 미셀은 콜로이드적으로 안정해야 하기 때문에 불안정한 미셀(또는 미셀과 같은 조립 구조)이 계면활성제 PVA에 의해 형성되었다고 가정했습니다. 이 가설은 다음 두 줄의 실험적 증거에 의해 뒷받침됩니다. 첫째, 계면 불안정성 과정에서 PS-PEG 없이 PVA를 사용하면 실제로 QD를 캡슐화하는 미셀이 생성될 수 있음을 발견했습니다(그림 3b, 오른쪽). 둘째, 비교를 위해 PS-PEG 미셀 양자점과 PVA 미셀 양자점에 대해 각각 투석 실험을 수행했습니다. 순수한 물에 대한 투석 처리(투석 백의 분자량 컷오프는 200kD로 PVA 및 PS-PEG의 분자량보다 큼) 후 PS-PEG 미셀 양자점은 콜로이드적으로 안정한 상태를 유지했습니다. QD 형광은 분산액에서 균질하게 유지되었습니다(그림 3c, 왼쪽). 극명하게 대조적으로, PVA 미셀 QD 분산은 위와 거의 동일한 투석 처리 후에 명확하게 보이는 형광 응집체로 이어졌습니다(그림 3c, 오른쪽). As the dialysis experiment could be considered as mimicking the dilution treatment that micelle-based nanomaterials would encounter once introduced to an in vivo environment, our dialysis experimental results indicate that the QD-encapsulated PVA micelles would become colloidally unstable in vivo. Therefore, the results shown in Fig. 3c suggest that the fluorescence loss from using large emulsion droplets (~25 μm, produced by manual shaking) is caused by colloidally unstable PVA micelles (or other micelle-like assembly structures) encapsulating QDs.

Examining the colloidally unstable part of the micellar QDs. 아 왼쪽 , the disappearance of fluorescence of the colloidally unstable part of the micellar QDs from the dispersion after 10-day storage could be resumed after the dispersion was shaken. Right , the fluorescence of hydrophobic QDs was not detected in water because they could not be dispersed in water. ㄴ 왼쪽 and middle are the TEM images of the bottom portions of the micellar QD dispersions formed from manual shaking for 1 min (i.e., ~25 μm emulsion droplets) and sonication for 30 s (~3 μm emulsion droplets), respectively, after 10-day storage. Right , TEM image of PVA micellar QDs. ㄷ Dialysis (against water) treatment on PS-PEG micellar QDs (left ) and PVA micellar QDs (right ), 각각. A hand-held UV lamp was used to excite the red QD fluorescence

Further, we conducted two additional experiments to confirm the roles of emulsion droplet size and the surfactant PVA. In the first experiment, we used a water-miscible organic solvent tetrahydrofuran (THF) instead of the water immiscible organic solvent chloroform. In this case, the “emulsion droplet” size could be considered as zero, and the surfactant PVA was not used because it was not needed to facilitate the mixing of oil phase with water phase. It was found that the fabrication process produced QD-encapsulated micelles with stable fluorescence (Fig. 4a), which is consistent with the result that small emulsion droplets lead to colloidally stable QD-encapsulated micelles and stable fluorescence. In addition, it was observed that the micelles formed by this process (with THF, without PVA) had large size distribution and some of the formed micelles even had non-spherical shapes (Fig. 4b). This indicates that “zero droplet size” could lead to poorly controlled micelle size and shape (although the formed micelles are colloidally stable). Thus, the results of the “zero emulsion droplet size” experiment (with the water-miscible THF as the organic solvent), on the one hand, are consistent with the finding that smaller emulsion droplets lead to colloidally stable micellar nanocrystals (judging by the stable fluorescence given by “zero-sized emulsion droplets”), and on the other hand, indicate the advantage of having an emulsion droplet (with non-zero droplet size) compared with no emulsion droplet at all (“zero-droplet size”, which gives poor micelle morphology). In the second experiment, we used electrospray, which is known to give ultrafine and uniform droplets with the typical droplet size range being a few hundred nanometers to a few micrometers (smaller than what the sonication treatment generates), as the method to produce emulsion droplets (PVA was used in this case) [35,36,37,38,39]. It was found that this method led to micellar QDs with stable fluorescence and well-controlled micelle size and shape (Fig. 4c, d). It should be mentioned that electrospray typically can only produce droplet sizes smaller than what the sonication treatment gives (i.e., a few hundred nanometers to a few micrometers). Thus, to study the effect of larger emulsion droplet size, in this work, we used another mechanical treatment method, i.e., manual shaking, to give larger droplets (~25 μm). The actual size of electrospray-generated droplets is difficult to be obtained by direct imaging (for example, the size of electrospray-generated oil-in-water emulsion droplets would change greatly upon entering the large volume of water phase in the collection container due to aggregation and fusion, and the typical sub-micrometer size of electrospray-generated droplets is approaching the diffraction limit of optical microscopy), but could be theoretically calculated or experimentally measured by methods that characterize aerodynamic mobility as done previously in the literature.

Using additional methods to form small emulsion droplets to confirm the importance of droplet size. 아 , b Using water-miscible THF as the oil phase solvent (without using PVA) led to micellar QDs with stable fluorescence (a ) and irregular micelle shapes (b ). ㄷ , d Using electrospray (with PVA) to form droplets led to micellar QDs with stable fluorescence (c ) and regular micelle shape (d )

Figure 5 presents a schematic to summarize our results and insights on the roles of emulsion droplets and the surfactant PVA in the interfacial instability-based fabrication process of nanocrystals-encapsulated micelles (with QDs as the model for nanocrystals). Each oil-in-water emulsion droplet serves as a “micro-reactor” for the interfacial instability-mediated self-assembly “reaction.” When no PVA (surfactant) is used, emulsion droplet does not form, and thus, no micelle is formed. When the emulsion droplet is large in size (~25 μm), only a part of the QDs (approximately 50%, based on the remaining fluorescence intensity in the dispersion after 10-day storage, Fig. 2a) in the droplet get encapsulated in PS-PEG (an amphiphilic block copolymer) micelles, which are colloidally stable, while the other part of the QDs get encapsulated in PVA (also an amphiphilic polymer, but not a block copolymer) micelles, which are colloidally unstable. When the emulsion droplet is small in size (~3 μm or smaller), nearly all QDs (based on the remaining fluorescence intensity in the dispersion after 10-day storage, combined with comparison of fluorescent intensity with hydrophobic QDs undergoing similar mechanical treatment, Fig. 2a, Fig. 4a, c, and Additional file 4:Fig. S4) in the droplet get encapsulated in stable PS-PEG micelles. Thus, the roles of emulsion droplets and the surfactant PVA in the interfacial instability-based fabrication process of nanocrystal-encapsulated micelles are intricate and intertwined, particularly in the context of biological applications:the surfactant PVA is required for successful formation of emulsion droplets and micelle products, and yet it is also responsible for formation of the colloidally unstable part of nanocrystal-encapsulated micelles, which would be detrimental in a number of biological applications; and the key to avoid the colloidally unstable nanocrystal-encapsulated PVA micelles is to use emulsion droplets small in size (~3 μm or smaller).

Roles of emulsion droplet size and surfactant in the interfacial instability-based fabrication of micellar nanocrystals

In addition, it should be mentioned that, for a well-dispersed oil-in-water emulsion to form, a surfactant is often required to lower the surface tension between the oil phase and water phase, and PVA was selected here as the surfactant because it was applied in nearly all the previous works on using the interfacial instability method to fabricate micelles [25, 26, 33,34,35]. We cannot rule out the possibility that other surfactants could give different results. Examining the effects of different types of surfactant would be part of the future studies.

Finally, we performed proof-of-concept biological experiments using live cells to demonstrate that our micellar nanocrystal products (with the emulsion droplets formed from sonication treatment for 30 s) are (1) fairly biocompatible, (2) can be functionalized with biological molecules, (3) can be introduced into live cells, and (4) if conjugated with biological targeting molecules, can bind with specific biological targets (Fig. 6). Cytotoxicity studies by MTT assay showed that the QD-encapsulated PS-PEG micelles had fairly low cytotoxicity in three different cell lines compared with the negative control (cultured cells in the absence of nanomaterials added, i.e., concentration being zero) (Fig. 6a). To bio-functionalize QD-encapsulated PS-PEG micelles, in the micelle fabrication process the PS-PEG molecules were replaced with PS-PEG-COOH molecules, the latter of which could then be conjugated with a wide spectrum of biomolecules (e.g., peptides, nucleic acids, and antibodies) via well-established bioconjugation methods. To show that QD-encapsulated PS-PEG micelles can be introduced into live cells, the micelles were conjugated with Tat peptide, which is derived from HIV virus and is known to be able to introduce a variety of nanomaterials into live cells with high efficiency and low toxicity [40,41,42]. The thus-formed Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs were then incubated with HeLa cells, and live cell confocal imaging was conducted to study the cellular transport of the fluorescent nanomaterials. The live cell confocal imaging system used here permits spinning-disk confocal imaging of live cells cultured on the microscope stage, ensuring that the natural transport process is followed with minimal disturbance. HeLa cells were selected here because this cell line was used in the first tracking study of the cellular transport of Tat peptide-conjugated QDs by Ruan et al. [42]. It was found that, 6 h after the first contact of Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs with the cells, many of the Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs had been internalized by the cells, judging by the composite confocal images to show the positions of QDs, cell nucleus and cell periphery, and the cellular uptake level was much higher than that without the assistance of Tat peptide (Fig. 6b). Imaging of the change of QD distribution at different time points of cellular transport for the Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs indicated that, after entering the cells, they were gradually accumulated at a perinuclear region (Additional file 5:Fig. S5). Additional file 6:video 1 shows a three-dimensional reconstructured image of the distribution of Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs in the cell at the time point of 24 h, which further confirms cellular internalization and perinuclear accumulation. The behavior of the cellular transport of Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs is consistent with that of Tat peptide-conjugated QDs previously reported in the literature [42]. Further, to show that QD-encapsulated PS-PEG micelles can be modified (bio-functionalized) to bind with specific biological targets via ligand-receptor binding, the micelles were conjugated with RGD peptide, which is known to specifically recognize integrins on cell surface [43]. Fluorescent microscopy imaging results indicated that RGD peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs could bind with α _v β₃ -integrin over-expressed cells (U87MG cell line, a human glioblastoma cell line, Fig. 6c, right), judging by the significant QD fluorescence on or in the cells. In contrast, the two control experiments, one of which used RGD peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs to incubate with MCF cells (without α _v β₃ -integrin over-expression, Fig. 6c, left) and the other of which used PS-PEG-COOH micellar QDs (without RGD peptide conjugation) to incubate with U87MG cells (Fig. 6c, middle), showed little to no QD fluorescence on or in the cells. Thus, these results demonstrated the ability of RGD peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs to specifically bind with α _v β₃ -integrin molecules.

Interactions of PS-PEG micellar QDs (prepared by using sonication 30 s in the interfacial instability method) with biological cells. 아 PS-PEG micellar QDs were fairly biocompatible judging from the MTT cytotoxicity assay results. The concentrations were based on the amounts of QDs used. ㄴ Tat peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs can be internalized by live cells. ㄷ RGD peptide-conjugated PS-PEG micellar QDs can specifically recognize and bind with the α _v β₃ -integrin molecules over-expressed on U87MG cells (right image ). In comparison, in the absence of α _v β₃ -integrin over-expression (MCF-7 cells, left image ) or Tat peptide (PS-PEG-COOH micellar QDs, middle image ), no significant binding (QD fluorescence) was observed. The red fluorescence was from QDs. The cell nucleus was stained by the blue fluorescent dye Hoechst 33342. Cell periphery is shown by white line (from the corresponding bright field microscopy images)