항균제로 은 나노입자로 장식된 산화그래핀 기반 나노복합체

GO 및 Ag-NP로 코팅된 폴리우레탄 포일의 준비

폴리우레탄 호일을 덮기 위해 Ag-NPs(HydroSilver1000, Amepox, Łódź, Poland) 및 GO의 현탁액이 사용되었습니다. GO, Ag-NPs 및 GO-Ag(GO(200μg/mL), Ag-NPs(100μg/mL), GO(200μg/mL) + Ag-NPs(100μg/mL)) 현탁액은 탈이온수(컨덕턴스 0.09μS/cm, 탈이온수:HLP 20UV, Hydrolab, Staszyn, Poland)에서 준비됨. 현탁액은 추가 정제 및 여과 없이 사용되었습니다.

폴리우레탄 호일(15 × 15 × 0.05 mm)의 초음파 코팅은 부피가 50 ml인 유리 플라스크에서 수행되었습니다. 포일 샘플을 스탠드(Teflon)에 고정한 후 준비된 현탁액에 담그십시오. 코팅 공정은 현탁액에 존재하는 호일 샘플에 직각으로 배치된 초음파 혼(Ti 혼, Ø13 mm, 60% 효율, 20kHz, Sonics &Materials, Inc., Newtown, CT, USA)을 사용하여 수행되었습니다. 공정 온도는 30 ± 1 °C였습니다. 덮인 샘플을 탈이온수로 씻어내고 층류 챔버에서 건조시킨 다음 멸균 패키지에 포장했습니다.

표면 자유 에너지

젖음성 테스트는 Data Physics OCA – 20 goniometer(DataPhysics Instruments GmbH, Filderstadt, Germany)를 사용하여 수행되었습니다. 표면 자유 에너지(SFE)는 탈이온수와 디오도메탄이라는 두 가지 테스트 액체를 사용하여 Owens, Wendt, Rabel, and Kaelble(OWRK) 방법을 사용하여 계산되었습니다[41].

박테리아 및 효모 배양 및 준비

황색포도상구균 (ATCC 25923) 및 표피 포도상구균 (ATCC 14990), 대장균 (ATCC 25922) 및 Candida albicans (90028)은 LGC Standards(폴란드 Lomianki)에서 입수했습니다. 균주는 20%(v /v ) - 20°C에서 글리세롤. 실험에 사용하기 전에 균주를 해동하고 세균 세포를 증류수로 세척하여 글리세롤을 제거했습니다. 박테리아와 효모는 다음 영양 배지에서 성장했습니다:S용 트립신 한천 . 구균 및 E . 대장균 , S용 뇌심장 한천 . 표피 , 그리고 C를 위한 Sabouraud의 한천 . 알비칸 (Merck Millipore, 다름슈타트, 독일). 한천 플레이트에서 성장한 박테리아와 효모는 멸균 증류 식염수로 플레이트를 부드럽게 세척하여 수확했습니다. 세포 현탁액의 박테리아 수를 계산하려면 600nm에서 현탁액의 광학 밀도(OD₆₀₀ ) 분광광도계(Helios Epsilon, Unicam, Milwaukee, WI, USA)를 사용하여 측정하였다. 일련의 10배 희석(최대 10 ^{- 5} )을 수행하여 각 미생물에 대한 검량선을 작성했습니다. ) 알려진 광학 밀도의 박테리아 및 효모 현탁액. 각 희석액 1 밀리리터를 영양 배지가 들어 있는 페트리 접시에 펼쳤습니다. 37°C에서 24시간 배양 후 페트리 접시에 형성된 집락의 수를 계산했습니다. 열거 결과(3회 수행)를 기반으로 원래 세균 현탁액의 밀도(CFU)/mL를 계산했습니다.

항균 분석

항균 분석을 위한 접종원은 활발하게 성장하는 유기체(대수 단계)에서 준비되었습니다. 모든 미생물의 접종원은 37°C의 Mueller-Hinton(MH) 브로쓰에서 호기적으로 성장한 밤새 배양에서 준비했습니다. 박테리아 및 효모 농도는 600nm(OD₆₀₀ ). 간단히 말해서, 박테리아 및 효모 현탁액을 밤새 배양하여 준비하고 10 ⁶ 으로 조정했습니다. CFU/ml. 접종물은 면봉으로 페트리 접시의 MH 한천 표면에 고르게 접종되었습니다. GO, Ag-NPs 및 GO-Ag로 코팅된 멸균 호일이 한천 표면에 증착되었습니다. 나노입자가 없는 포일을 대조군으로 사용하였다. 호일 아래의 박테리아 및 효모 성장은 37°C에서 24시간 배양 후 측정되었습니다.

생존 분석

PrestoBlue™ Cell Viability Assay(Life Technologies, Taastrup, 덴마크)를 사용하여 세포 생존력을 평가했습니다. PrestoBlue™ 시약은 대사 활성 세포에 의해 빠르게 감소되어 생존력과 세포 독성을 정량적으로 측정합니다. 박테리아 및 효모 세포를 6웰 플레이트(5 × 10 ³ 가 포함된 200μL MH 브로쓰 호일당 세포) 및 24시간 동안 배양합니다. 다음 단계에서 90μL의 각 샘플을 96웰 플레이트로 옮기고 10μL의 PrestoBlue™ 시약을 각 웰에 첨가하고 37°C에서 추가로 2시간 동안 인큐베이션했습니다. 각 웰의 광학 밀도는 효소 결합 면역흡착 분석(ELISA) 판독기(미국 노스캐롤라이나주 더럼주 테칸(Tecan))에서 570nm에서 기록되었습니다. 세포 생존율은 백분율(OD_test − OD_공백 )/(OD_컨트롤 − OD_공백 )×100%, 여기서 OD_테스트 테스트된 포일에 노출된 세포의 광학 밀도, OD_control 는 대조 샘플의 광학 밀도이고 OD_blank 박테리아 및 효모 세포가 없는 웰의 광학 밀도입니다.

막 무결성

LDH 테스트(In Vitro Toxicology Assay Kit, lactic dehydrogenase based, Sigma-Aldrich, Hamburg, Germany)를 사용하여 세포막 무결성을 평가했습니다. 결과적으로 감소된 NAD(NADH ⁺ )는 테트라졸륨 염료의 화학량론적 전환에 사용되었습니다. 배양액에서 배지의 무세포 분취량을 분석할 때 LDH 활성의 양이 막 무결성의 지표로 사용될 수 있습니다. 막이 손상되면 세포 내 LDH 분자가 배양 배지로 방출됩니다. 박테리아 및 효모 세포를 6웰 플레이트(5 × 10 ³ 가 포함된 200μL MH 브로스)에 삽입된 삽입물에 위치한 포일(GO, Ag-NP 및 GO-Ag)에서 배양했습니다. 호일당 세포) 및 24시간 동안 배양합니다. 나노입자가 없는 호일에서 배양된 세포를 대조군으로 사용하였다. 이 시간 후, 샘플을 미세원심분리 튜브로 옮기고 1200rpm에서 5분 동안 원심분리했습니다. 100 마이크로리터의 상청액을 96-웰 플레이트에 옮기고 100μL의 LDH 분석 혼합물을 각 웰에 첨가했습니다. 플레이트를 덮고 실온에서 30분 동안 인큐베이션했습니다. 각 웰의 광학 밀도는 ELISA 판독기(Infinite M200, Tecan, Männedorf, Switzerland)에서 450nm에서 기록되었습니다. LDH 누출은 {(OD_test − OD_공백 ) − (OD_제어 − OD_공백 )/(OD_컨트롤 − OD_공백 )}×100%, 여기서 OD_테스트 테스트된 포일에 노출된 세포의 광학 밀도, OD_control 는 대조 샘플의 광학 밀도이고 OD_blank 는 세포가 없는 웰의 광학 밀도입니다.

미생물의 SEM 분석

SEM 분석에 앞서, GO-Ag 및 미처리 박테리아와 함께 호일에서 배양된 박테리아 및 효모 샘플을 준비했습니다. 간단히 말해서, 박테리아 및 효모 배양액 한 방울(10 ⁶ CFU/ml)을 GO-Ag 나노복합체와 함께 호일에서 배양하거나 처리되지 않은 박테리아를 멸균 커버 유리 표면에 침착시키고 빈 페트리 접시 내부에서 37°C에서 24시간 동안 배양했습니다. 모든 샘플을 건조하고 금으로 덮었습니다. 마지막으로 15kV의 가속 전압에서 SEM(FEI Quanta 200, Tokyo, Japan)으로 샘플을 이미지화했습니다.

ROS 제작

ROS 생산은 DCFDA, Cellular Reactive Oxygen Species Detection Assay Kit(Abcam, Cambridge, UK)를 사용하여 평가되었습니다. DCFDA는 세포 내 히드록실, 퍼옥실 및 기타 ROS 활성을 측정하는 형광 염료인 세포 투과 시약 2',7'-디클로로플루오레세인 디아세테이트를 사용합니다. 세포 내로 확산된 후 DCFDA는 세포 에스테라제에 의해 비형광 화합물로 탈아세틸화되고, 이는 나중에 ROS에 의해 2',7'-디클로로플루오레세인(DCF)으로 산화됩니다. 박테리아 및 효모 세포를 6웰 플레이트(5 × 10 ³ 가 포함된 200μL MH 브로스)에 삽입된 삽입물에 위치한 포일(GO, Ag-NP 및 GO-Ag)에서 배양했습니다. 호일당 세포) 및 24시간 동안 배양합니다. 나노입자가 없는 호일에서 배양된 세포를 대조군으로 사용하였다. 이 시간 후, 샘플을 미세원심분리 튜브로 옮기고 1200rpm에서 5분 동안 원심분리했습니다. 100마이크로리터의 상청액을 96웰 플레이트로 옮기고 100μL의 희석된 DCFDA를 각 웰에 첨가하고 어둠 속에서 37°C에서 추가로 45분 동안 인큐베이션했습니다. DCF 생산은 ELISA 판독기(미국 노스캐롤라이나주 더럼주 테칸(Tecan))에서 여기 파장이 485nm이고 방출 파장이 535nm인 형광 분광법으로 측정했습니다.

결과

GO 및 Ag-NP의 특성

화학적 분석 결과 질소, 탄소, 황, 수소, 산소가 존재함을 알 수 있었습니다(표 1).

GO 샘플의 상 분석(그림 1)은 미량의 흑연, 질산나트륨 및 환원된 형태의 산화그래핀에서 나오는 불순물의 존재를 나타냅니다.

GO 분말의 X선 회절 패턴. GO 샘플의 상 분석은 미량의 흑연, 질산나트륨 및 환원된 형태의 산화그래핀에서 나오는 불순물의 존재를 보여주었습니다.

라만 분광법은 산화 그래핀의 구조적 특징에 대한 정보를 제공할 수 있습니다. D 밴드는 구조적 무질서에 기인하는 반면 G 밴드는 탄소 sp ² 의 결합 스트레칭에 기인합니다. 원자 [42]. 추가 밴드(D', 2D 및 D + G 포함)는 탄소 재료의 흑연 구조에 존재하는 결함으로 인해 발생합니다. 나 _D /나 _G 비율(D 및 G 밴드의 강도에서 계산됨)은 탄소 재료의 흑연 구조의 무질서를 특성화하는 데 사용할 수 있습니다. 그림 2에서 볼 수 있듯이 GO는 흑연 분말의 산화 과정에서 형성되는 구조에 많은 관능기가 존재하여 매우 무질서한 구조를 가지고 있다. D 밴드의 위치는 1351cm ⁻¹ 입니다. 및 G 밴드 1590cm ⁻¹ ; 나 _D /나 _G 비율은 1.15입니다.

D, G, D', 2D 및 D + G 밴드의 제안된 디콘볼루션이 있는 산화 그래핀의 라만 스펙트럼. GO는 흑연 분말의 산화 과정에서 형성되는 구조에 많은 관능기로 인해 매우 무질서한 구조를 가지고 있습니다. D 밴드의 위치는 1351cm ⁻¹ 입니다. 및 G 밴드 1590cm ⁻¹ ; 나 _D /나 _G 비율은 1.15입니다.

ATR 모드에서 수집된 산화 그래핀의 FT-IR 스펙트럼은 GO가 구조에 많은 작용기를 가지고 있음을 보여주었습니다. 가장 눈에 띄는 피크는 ~ 3500cm ⁻¹ 에서 관찰할 수 있습니다. , 주로 물과 수산기에 할당됩니다(그림 3). 약 1080cm ⁻¹ 의 매우 집중적인 피크 하이드록실 그룹에 기인할 수도 있습니다. 피크 약 1600cm ⁻¹ 일반적으로 흑연 탄소에 존재하는 C=C 결합에 할당됩니다. 그러나 우리의 이전 XPS 연구는 그래핀 옥사이드에 몇 개의 C=C 결합이 있음을 보여줍니다[43]. 따라서 우리는 이 피크를 산화 그래핀에 여전히 존재하는 대부분의 물에 기인합니다. FT-IR 스펙트럼에서 관찰된 다른 피크는 GO가 C=O 결합을 포함하는 그룹(주로 카르복실 그룹)이 풍부함을 보여줍니다. 피크는 약 1720cm ^-1 입니다. , 눈에 보이는 피크가 약 1200cm인 에폭시(C–O–C) ⁻¹ , 및 C–H 결합(2800cm 주변에서 피크 ⁻¹ ). FT-IR 분석은 히드록실, 카르복실, 에폭시 및 카르보닐 그룹도 확인된 산화 그래핀에 대해 수행된 XPS 측정과 잘 일치합니다[44]. 10분 초음파 균질화 후 GO와 GO를 비교하고(그림 4 및 5), 유사하게 10분 초음파 균질화 후 Ag-NP와 Ag-NP를 비교했습니다(그림 4 및 6). 화합물 형태의 변화를 피하기 위해 모든 화합물을 액체 질소로 빠르게 냉각시키고 동결 건조기에서 건조시켰다. 그림 5a, b는 GO 플레이크를 나타내고 그림 5c, d는 부분 접힘 및 조각화를 겪는 GO 플레이크에 대한 초음파의 영향을 보여줍니다. 그림 6은 재료 형태의 변화가 보이는 Ag-NPs에 대해서도 유사한 효과를 보여줍니다. 그림 6a, b는 Ag-NPs의 현탁액을 안정화하는 데 사용된 건조된 폴리(비닐 알코올)을 보여줍니다. 초음파 균질화의 파괴적인 효과는 폴리비닐알코올 구조가 작은 구형 구멍을 가진 긴 불균일한 부분으로 분해됨에 따라 두드러졌습니다(그림 6c, d).

GO에 존재하는 작용기 할당이 제안된 산화 그래핀의 FT-IR(ATR, 감쇠 전반사) 스펙트럼. 가장 주목할만한 피크는 ~ 3500cm ⁻¹ 에서 관찰되었습니다. , (물 및 수산기에 기인), ~ 1080cm ⁻¹ (수산기), ~ 1600cm ⁻¹ (흑연 탄소에 존재하는 C=C 결합에 할당됨). FT-IR 스펙트럼에서 관찰된 다른 피크는 GO가 C=O(주로 카르복실기)를 포함하는 그룹이 풍부함을 보여주며 피크는 약 1720cm ^-1 입니다. , 눈에 보이는 피크가 약 1200cm인 에폭시(C–O–C) ⁻¹ , 및 C–H 결합(2800cm 주변에서 피크 ⁻¹ )

응집된 GO 플레이크의 TEM 이미지(a ), 초음파 처리 후 GO 플레이크(b ), 응집된 Ag-NPs(c ), 초음파 처리 후 Ag-NPs(d ) 및 GO-Ag(e , f ). 초음파 처리 후 평균 GO 입자 크기의 감소는 GO 플레이크의 조각 모음 또는 접힘에 의해 발생했습니다. 초음파 처리 후 평균 Ag 크기의 감소는 Ag 덩어리의 조각 모음으로 인해 발생했습니다. 참고:화살표는 Ag-NPs/응집체를 가리킵니다.

동결건조된 GO 플레이크의 형태 비교(a , b ) 및 초음파 처리 후 GO 플레이크(c , d ) 주사 전자 현미경을 사용하여. 초음파 처리 후 평균 GO 입자 크기의 감소는 GO 플레이크의 조각 모음 또는 접힘으로 인해 발생했습니다.

동결건조된 Ag-NP 혼합물의 형태 비교(a , b ) 및 초음파 처리 후 Ag-NP 혼합물(c , d ) 주사 전자 현미경 사용

평균 크기 및 제타 전위

수성 현탁액의 평균 입자/응집체 크기의 결과는 표 2에 나와 있습니다. 평균 크기의 분석은 초음파 균질화를 거치지 않은 농축 현탁액(받은 그대로)과 희석 현탁액에 대해 수행되었습니다. 테스트 전에 희석된 현탁액은 초음파 균질화에 적용되었으며, 균질화 매개변수는 나노물질 층(Ag-NPs, GO)으로 호일을 초음파 코팅하는 동안 사용된 것과 동일합니다. Ag-NP 현탁액의 경우 초음파의 작용으로 평균 입자 크기가 80nm에서 218nm로 증가했습니다. 현탁액에서 초음파 균질화 후 평균 입자 크기가 증가하는 주요 원인은 (Ag-NP 응집 과정을 제외하고) 현탁액 안정화에 사용된 폴리(비닐 알코올)로 Ag-NP가 유입되었기 때문입니다. The large standard deviation of the Ag-NP sample homogenized by ultrasound resulted from the presence of both loose Ag-NPs and Ag-NPs driven into the poly(vinyl alcohol) in the suspension. In the case of GO suspension, the average particle size of the sample subject to ultrasonic homogenization was 263 nm and was ca 7.7 times smaller than the average particle size of the sample that was not subject to homogenization. The obtained results are convergent with the SEM tests (Fig. 5), which show the destructive effect of ultrasounds on GO flakes. The decrease of the average GO particle size was caused by defragmentation or folding of the GO flakes. However, it should be emphasized that the results of the average particle size of GO suspension samples involve an error related to the nanomaterial shape. The results obtained by the DLS method are a hydrodynamic average that is calculated based on the shape of a sphere that has the same diffusion coefficient as the measured particles; however, the shape of GO was flakes, which was confirmed by SEM images.

Test results of the zeta potential analysis of samples are provided in Table 3. The zeta potential of Ag-NPs in a water suspension was merely − 5.9 mV, which resulted in a lack of electrostatic stability of the sample. The sample of Ag-NP suspension was stabilized sterically by preserving Ag-NP distances through poly(vinyl alcohol) addition, which prevented agglomeration/aggregation of Ag-NPs. The zeta potential of the GO suspension sample, in turn, was − 41 mV, which gave a moderate electrostatic stability to the sample. A moderate electrostatic stability of a sample is characterized by slow sedimentation with virtually negligible change of particle size in the period of declared fitness of the suspension. The zeta potential result of the mixture of Ag-NPs and GO was − 7.1 mV, which potentially means that during the action of the ultrasounds, the GO flakes were coated by poly(vinyl alcohol) and Ag-NPs. The obtained zeta potential result of the mixture of Ag-NPs and GO sample in the water suspension implied that electrostatic stability was not present.

Foil Characteristics

In order to determine the morphology of the created layers, four types of foil samples were compared (Fig. 7):pure polyurethane foil (A, B), GO-coated polyurethane foil (C, D), Ag-NP-coated polyurethane foil (E, F), and GO-Ag mixture-coated polyurethane foil (G, H).

Scanning electron microscopy images of a , b non-coated polyurethane foil with a smooth surface with single impurities; ㄷ , d foil coated with GO, the broken-down GO flakes deposited on the polyurethane foil surface; 이 , f foil coated with Ag-NPs on which grid structures composed of polyvinyl alcohol and Ag-NPs are observed; and g , h foil coated with GO-Ag, which was mixed under the influence of ultrasounds and deposited on the foil surface

Figure 7a, b shows an uncoated polyurethane foil with a smooth surface with single impurities. In Fig. 4c, d, the broken-down GO flakes deposited on the polyurethane foil surface are noticeable. Figure 7e, f shows the foil surface coated with Ag-NPs on which grid structures composed of polyvinyl alcohol and Ag-NPs are observable. Figure 7g, h presents a mixture of GO-Ag composition, which was mixed under the influence of ultrasounds and deposited on the foil surface.

AFM Analysis and Surface Free Energy

AFM and LFM were used to complement the information about the surface morphology investigated by SEM. The investigation confirmed evolution of surface morphology by sonication of the polyvinyl alcohol with Ag-NP, GO, and GO-Ag NP solutions on the foils. Pure polyurethane foil was used as a reference foil in relation to foils coated by the ultrasonic method. The images in Fig. 8 are the AFM phase contrast images made in AC; additionally, cross sections of the GO flakes are attached under the corresponding images. Figure 8a is an image of pure polyurethane film; Fig. 7b depicts the Ag-NP-coated film, where characteristic and homogeneous grid structures are observable, being similar to those in Fig. 8e, f. Figure 8c, d shows GO-Ag-NP-coated film. Figure 8e shows the surface of the foil almost entirely covered with GO flakes; the phase contrast image helps to observe these two phases, the darker area is GO and the lighter area is polymer foil. It was noticed that the morphology of the foils has changed after Ag-NP coating comparing to the not-coated foils. The GO-Ag-NP coating differs from the previous one because it contains also small amounts of GO flakes seen as small black spots on the image, as it was mentioned earlier. Figure 8f depicts magnification of one GO flake made in LFM. The reduced friction confirms that it is, in fact, a GO flake.

AFM phase contrast images and cross sections topographic images of graphene flakes:a non-coated foil polyurethane foil; ㄴ Ag-NPs coated foil where characteristic and homogeneous grid structures are observed; ㄷ , d GO-Ag-coated foil; 이 GO-coated foil, the surface of the foil almost entirely covered with GO flakes; the phase contrast image helps to observe these two phases, the darker area is GO and the lighter area is polymer foil; 에 LFM image of graphene flake. Red marks, area of cross section

The polar component for the GO-coated foil increased in relation to pure foil, from 2.3 ± 0.6 to 68.9 ± 2.8 mJ/m ² , while the dispersion component decreased from 34.4 ± 1.3 to 8.2 ± 1.2 mJ/m ² . SFE increased from 36.7 ± 1.4 to 77.0 ± 3.4 mJ/m ² . A similar effect was not observed on foil surfaces coated with Ag-NPs and GO-Ag mixture. SFE of foil samples coated with Ag-NPs and GO-Ag mixture does not differ statistically (Table 4).

Antibacterial Properties

The antibacterial activity of the different foils coated with GO, Ag-NPs, and GO-Ag were tested with E . coli , S . 구균 , S . epidermidis , 및 C . albicans. Results showed that after co-incubation with bacteria at 37 °C for 24 h, foils inhibited the growth of all tested microorganisms but to various degrees. The maximum antibacterial effect against all tested microorganisms was with foil coated with the GO-Ag nanocomposite. The bacterial growth of the cells treated with foils coated with GO and Ag-NPs was slightly lower than that of cells in the control group whereas the growth of bacterial cells treated with foils coated with GO-Ag was greatly inhibited, 88.6% of E . coli , 79.6% of S . 구균 , 76.5% of S . epidermidis , and 77.5% of C . albicans (Figs. 9, 10, and 11).

Antimicrobial properties of GO-Ag coated foils. The growth of E . coli (b , ㄷ ), S . 구균 (ㄷ , d ), S . epidermidis (이 , f ), and C . albicans (g –i ) colonies is reduced after co-incubation with GO-Ag-coated foils at 37 °C for 24 h. 아 Representative agar plate with GO-Ag-coated foils. Notes:Black arrows point to GO-Ag coated foils; arrowheads point to colonies of microorganisms

Morphology of microorganisms after co-incubation with GO-Ag-coated foils. Scanning electron microscopy images of bacteria and yeast in the control foils (a , ㄷ , e , 지 ) and foils coated with GO-Ag (b , d , f , h ) after incubation at 37 °C for 24 h. 이 . coli (아 , b ), S . 구균 (ㄷ , d ), S . epidermidis (이 , f ), and C . albicans (g , h ) show decreased growth and deformed morphology after co-incubation with GO-Ag-coated foils

Foils coated with nanomaterials decrease E . coli , S . 구균 , S . epidermidis , 및 C . albicans viability. Viability of bacteria and yeast after incubation on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h was assessed with Presto Blue assay. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–d) indicate significant differences between the concentrations (P  = 0.001); error bars are standard deviations

Membrane Integrity

In cases where the cell membrane is damaged, intracellular LDH molecules could be released into the culture medium. The LDH level outside the cells demonstrates the cell membrane integrity. Foils coated with GO, Ag-NPs, and GO-Ag disrupted cell membrane functionality and integrity with significant differences between control groups and the Ag-NPs and GO-Ag groups (Fig. 12). The highest disruption of cell membranes was observed in the GO-Ag groups, 66.3% of E . coli , 59.4% of S . 구균 , 54.8% of S . epidermidis , and 48.5% of C . albicans .

Foils coated with nanomaterials decreased E . coli , S . 구균 , S . epidermidis , 및 C . albicans membrane integrity. Membrane integrity of bacteria and yeast after incubation on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h was assessed with LDH assay. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–c) indicate significant differences between the concentrations (P  = 0.000); error bars are standard deviations

ROS Production

Low levels (or optimum levels) of ROS play an important role in signaling pathways. However, when ROS production increases and overwhelms the cellular antioxidant capacity, it can induce macromolecular damage (by reacting with DNA, proteins, and lipids) and disrupt thiol redox circuits. Foils coated with Ag-NPs and GO-Ag (P  < 0.05) increased the ROS production of all tested microorganisms compared to the control group. Foils coated with GO only increased the ROS production of C . albicans . The highest ROS production was observed in the GO-Ag group (Fig. 13).

Effect of foils coated with nanomaterials on the production of reactive oxygen species. 이 . coli , S . 구균 , S . epidermidis , 및 C . albicans were cultured on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h. Production of reactive oxygen species was assessed with DCFDA, Cellular Reactive Oxygen Species Detection Assay Kit. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–d) indicate significant differences between the concentrations (P  = 0.000); error bars are standard deviations