미모사 테누이플로라 추출물을 사용한 금 나노입자 합성, 세포독성, 세포 흡수 및 촉매 평가

결과 및 토론

합성

육안 검사에 의해 NP 합성이 두 시스템 모두에서 매우 빠르다는 것이 감지되었습니다. 추가 파일 1의 삽입에 표시된 AuMt1 시스템의 가장 강렬한 색상:그림 S1은 이 합성에서 더 높은 NP 함량을 나타냅니다. 이는 AuMt1이 AuMt2에 비해 두 배의 금속 전구체 농도를 갖기 때문이다. 추가 파일 1:표 S1에서 나노 입자 합성에 사용되는 시약은 산성 pH를 가지고 있습니다. 추가 파일 1:그림 S1은 AuMtNPs 합성이 수행될 때 반응의 pH 변화를 보여줍니다. 반응은 산성 환경(pH <2.65)에서 시작되며 나노입자 합성이 진행됨에 따라 산성도가 증가합니다. 이것은 Mt 추출물의 폴리페놀 분자에 존재하는 수산기의 탈양성자화 때문입니다. 사실, 이것은 탈양성자화된 수산기에서 Au ³⁺ 로 전자를 이동시키는 산화물 환원 과정의 첫 번째 단계입니다. 이온. 산화물 환원 반응의 산물로 Au ³⁺ 이온은 금속 원자 Au ⁰ 로 환원됩니다. 2개의 전자를 제공하는 폴리페놀 고리가 산화됩니다. 이 과정은 추가 파일 1의 삽입된 부분에 설명되어 있습니다. 그림 S1.

UV-Vis 스펙트럼, DPPH 및 총 폴리페놀 분석

Mt 나무 껍질 추출물 UV-Vis 스펙트럼은 그림 1a에 나와 있으며, 여기서 신호는 280 nm에서 최대값과 50 nm에서 넓은 잘 정의된 대역으로 구성됩니다. 이 스펙트럼은 Rumex hymenosepalus에 대해 보고된 것과 매우 유사합니다. 폴리페놀 화합물의 함량이 높은 뿌리 추출물 [49]. Mt 나무 껍질 추출물의 폴리페놀 함량을 결정하는 것은 중요합니다. 그 이유는 이러한 분자가 AuNPs 합성에서 환원제로 크게 기여할 수 있고 Au ³⁺ 환원에 필요한 전자를 제공할 수 있기 때문입니다. 이온에서 금속성 금으로(Au ⁰ ). NP가 형성되면 폴리페놀 화합물이 표면에 흡수되어 나노물질에 안정성을 제공합니다.

Mt 추출물의 특성화. 아 Mt 추출 UV-Vis 스펙트럼 및 b 일원 ANOVA 분석을 통한 DPPH 억제(*p <0.05)

DPPH 분석의 경우, 12.5 mg/L의 Mt 추출물에 대해 비타민 C와 카테킨에 대해 보고된 값(각각 46% 및 58%)과 유사한 50% 억제(L50)를 얻은 것으로 관찰되었습니다. 이것은 Mt 추출물이 대조군으로 사용된 순수 화합물과 매우 유사한 항산화 능력을 가지고 있음을 나타냅니다. 그림 1b에서 상당한 차이(*p 제어 값에서 <0.05)는 별표로 표시됩니다. 총 폴리페놀 분석에서 얻은 425 mg/g의 값은 추출된 질량의 거의 절반이 갈산과 동등함을 나타냅니다. Mt 추출물의 높은 항산화 능력과 높은 폴리페놀 함량은 지속 가능한 화학의 틀 내에서 좋은 환원제 및 안정화제 나노 물질 합성으로 사용될 수 있음을 시사합니다[50, 51].

특성화

Kinetics of Formation 및 UV-Vis Spectra AuMt

그림 2a는 나노물질 합성 반응이 일어날 때 AuNPs(AuMt1 및 AuMt2 각각 550 및 560 nm)의 SPR 피크에 대한 흡광도의 시간적 변화를 보여줍니다. 실험 데이터는 적어도 3단계의 성장이 관찰되는 Boltzmann의 S자형 함수[52]에 적합합니다. 첫 번째는 Au ³⁺ 일 때 합성 반응이 시작될 때 흡광도가 천천히 증가합니다. 이온은 Au ⁰ 으로 감소합니다. 그리고 결합하여 작은 NP를 형성하는 몇 개의 원자의 집합체를 형성합니다. 두 번째 단계에서 작은 NP는 자가 촉매 성장에 의해 크기가 증가하고 흡광도가 빠르게 증가합니다. 마지막 단계인 NP 재결정에서 흡광도는 정지기에 도달합니다. 그림 2에서 볼 수 있듯이 최대 흡광도는 AuMt1의 경우 60초, AuMt2의 경우 120초에 도달합니다. 흥미롭게도, 성장의 첫 번째 단계는 AuMt1의 경우 20초인 반면 AuMt2의 경우 거의 null(1초 미만)이며, 이는 금속 전구체에 비해 환원 분자(Mt 추출물)의 비율이 더 높기 때문에 설명됩니다. 이것은 AuMt1과 관련하여 AuMt2의 NP에서 핵의 빠른 형성을 선호합니다. 그럼에도 불구하고 NP의 다음 성장 단계는 AuMt2에 대해 낮고 더 큰 크기의 NP가 얻어진다. 안정화제로 maltose와 tween80을 사용하는 AuNPs 합성은 이 연구에서 보고된 것과 매우 유사한 반응 시간을 갖는 성장 동역학을 보인다고 보고되었습니다[53]. 또 다른 녹색 합성 보고서[54]에서는 환원제/전구체 제제의 비율이 가장 낮을수록 더 작은 크기의 NP가 생성된다고 지적하고 있습니다.

AuMt1 및 AuMt2의 UV-Vis 특성화. 아 운동 형성 및 b UV-Vis 스펙트럼

그림 2b는 250–875 nm로 구성된 영역에서 AuMt의 특성 흡수 스펙트럼을 보여줍니다. AuMt1에 대한 SPR은 550 nm에서 최대 흡수와 200 nm의 넓은 대칭 밴드를 보여줍니다. AuMt2 플라즈몬 피크는 비대칭 밴드와 300 nm보다 큰 폭으로 560 nm에 국한된 약간의 적색 편이를 겪습니다. 이는 두 나노물질(d_AuMt1 AuMt2 )_{1 2} . 유사한 거동이 환원제로 시트라툼 나트륨을 사용한 AuNP 합성에서 보고되었으며, 여기서 적색 이동 및 플라즈몬 확장은 NP 크기를 증가시켜 소멸 단면에 영향을 미치는 더 높은 진동 모드에 기인합니다[55]. 또한 두 스펙트럼 모두 추출물의 폴리페놀 분자에 해당하는 280 nm에서 흡수 밴드를 보여 Mt 추출물이 AuMtNPs의 안정제 역할을 함을 시사합니다.

AuMtNP의 크기, 제타 전위 및 안정성

DLS 및 Z-전위에 의한 AuMtNP 크기는 표 1과 같이 한 농도(50 μg/mL)에 대해 서로 다른 조건에서 테스트되었습니다. AuMt1 및 AuMt2는 물에서 높은 음수 값(≤ 30 mV)을 보여 두 나노입자의 정전기적 안정성에 유리합니다. 시스템. Qu et al.에 따르면 [56], ζ 값은 NP 크기에 따라 점차적으로 증가합니다. 우리의 경우 AuMt1은 NP 합성에 의해 제어되는 크기인 물에서 AuMt2보다 작은 크기를 갖는다. 이 크기 값은 NP ζ와 일치합니다. 여기서 더 높은 ζ 값 NP 상위 크기에 해당합니다. 제타 전위(ζ s-DMEM에 분산된 AuMtNPs의 )은 초순수에서 얻은 값에 비해 음의 값이 적습니다(표 1). 이 감소는 정전기 상호작용의 감소를 유발하는 AuMtNP 표면을 덮는 DMEM 존재 양이온 및 FBS 존재 단백질에 기인할 수 있습니다. 그럼에도 불구하고 ζ 감소, 값은 두 시스템 모두에서 - 25 mV에 가깝게 유지되며 이는 나노입자가 s-DMEM 배양 후 정전기적 안정성을 보존함을 나타냅니다[57]. 또한 표 1은 AuMtNP 유체역학적 직경(2R_H ) 초순수 및 배양 배지에서 37 °C에서 측정되었습니다. s-DMEM에서 두 시스템의 크기는 나노입자 표면의 단백질 흡착으로 인해 증가했습니다[58]. AuMt1의 경우 2R_H의 성장 단백질로 인한 코로나는 33.8 nm이고 AuMt2의 경우 42.9 nm입니다. 나노입자 크기가 클수록 단백질 흡수 표면보다 클 것으로 예상된다[59]. 이것은 ζ의 약간 작은 값을 설명할 수 있습니다. AuMt2의 경우 s-DMEM의 AuMt1과 비교됩니다. AuMt1 및 AuMt2의 경우 s-DMEM 단백질과의 상호 작용은 나노 입자 표면에 부착된 추출물 분자 때문입니다. XPS 결과에서 볼 수 있듯이 이러한 분자는 AuMt1과 AuMt2 간에 약간 다릅니다. 또한 동일한 농도 범위에서 용액의 pH를 측정했습니다. pH에는 변화가 없고 평균값은 초순수에서 AuMt의 경우 약 7.5이고 s-DMEM에서 7.2인 것으로 나타났습니다(표 1).

추가 파일 1:그림 S2는 25~200μg/mL 농도 범위에서 37°C의 초순수 및 s-DMEM에 분산되었을 때 AuMtNP 유체역학적 직경을 보여줍니다. 각 연구 시스템에 대해 유체역학적 직경은 나노입자 농도에 따라 변하지 않으며 100μg/mL의 AuMt2 s-DMEM에 대해서만 입자 크기는 가장 낮은 평가 농도와 관련하여 증가합니다. 이는 이러한 농도에서 NP 응집 과정을 나타낼 수 있습니다. [32].

푸리에 변환 적외선 분광법(FTIR)

그림 3에 표시된 FTIR 스펙트럼은 Mt 추출물, AuMt1 및 AuMt2에 해당합니다. 3250 cm ⁻¹ 를 중심으로 하는 특징적인 광대역 주로 탄닌과 플라보노이드의 페놀성 OH와 관련이 있습니다. 1594 cm ⁻¹ 에서 피크 1705 cm ⁻¹ 에서 N-H 굽힘 진동에 해당 1000 ~ 1300 cm ⁻¹ 사이의 케톤 비순환 스트레칭 및 영역 CO 스트레치에. 1600 ~ 500 cm ⁻¹ 범위의 피크 폴리페놀로 식별되며 1235 및 1160 cm ⁻¹ 에서 신호 방향족 CO 결합 스트레칭과 관련이 있으며 1020 cm ⁻¹ 에서 지방족 CO 밴드 스트레칭 및 1235 cm ⁻¹ 에서 특히 에테르의 순환 특성과 관련이 있습니다. 이러한 신호는 Mimosa tannin, flavone sakuranetin, triterpenoids saponins, chalcones 및 N과 같은 Mt 추출물의 가장 풍부한 화합물과 관련될 수 있습니다. ,N -디메틸트립타민 알칼로이드(추가 파일 1:그림 S3). 시료 AuMt1과 AuMt2는 폴리페놀 영역에서 동일한 특징적인 피크를 보여 NP가 금강산 추출물 분자에 의해 안정화됨을 확인시켜준다[60]. 1331 cm ⁻¹ 의 변화를 관찰했습니다. AuMt1 및 AuMt2의 폭 밴드 및 피크 강도 감소는 AuNP와 폴리페놀의 C-H 그룹 간의 결합에 해당합니다. 1723 cm ⁻¹ Au ³⁺ 가 환원되는 동안 폴리페놀이 카르복실 화합물로 산화되어 이동합니다. Au ⁰ 으로 [51, 61, 62].

FTIR 스펙트럼. Mt 추출물(녹색), AuMt1(검정) 및 AuMt2(빨간색)

X선 광전자 분광법(XPS)

AuMt1 및 AuMt2에 대한 XPS 조사 스캔 분석에서 샘플은 산소(O 1s ), 탄소(C 1s ) 및 금(Au 4f ), 피크는 그림 4a, b와 같이 각각 532, 284 및 85 eV를 중심으로 합니다. 고해상도 XPS 실험은 AuNP 표면을 코팅하는 분자의 다양한 작용기의 상대적인 풍부함을 확립하기 위해 이루어졌습니다. Au4f AuMt1 및 AuMt2에 대한 고해상도 XPS 스펙트럼은 3.7 eV로 분리된 두 개의 대칭 피크로 구성됩니다(그림 4b, e). 4f와 관련된 피크 _5/2 spin-orbital coupling are located on binding energy (BE) of 88.6 and 87.7 eV for AuMt1 and AuMt2, respectively. For 4f 7/2, spin-orbital coupling peaks are located on 84.9 and 84.0 eV. The link of intensities (I4f _7/2  > I4f _5/2 ) and location and separation (ΔBE = 3.7 eV) between peaks confirm that gold ions (Au ³⁺ ) are reduced completely to metallic gold Au ⁰ [63]. Au4f signals, for AuMt1, are slightly shifted (~ 0.9 eV) at higher energies with respect to sample AuMt2. This can be explained in terms of NP size differences between samples. AuMt1 has a half population of NPs with size less to 40 nm, while AuMt2 NPs have a mean diameter of 150 nm, determined by TEM. Peak shift for Au4f signals, due to the presence of small NPs, has been reported by other authors who relate the Au4f BE increase with decreasing NP size [64, 65]. Also, the shift effect could be due to the interaction of functional groups capped on surfaces of AuNPs [66]. In Fig. 4c, f, the high-resolution XPS spectra of C1s are shown for AuMt1 and AuMt2. Spectra were deconvoluted by 3 Gaussian bands associated with C=O, C–O, and C–C or C=C. For AuMt1, peaks are centered on 286.9, 286.1, and 284.5 eV, for AuMt2 on 287.0, 286.3, and 284.7 eV, respectively. Comparing the experimental XPS curves for C 1s , we see appreciable differences between AuMt1 and AuMt2. The main difference comes from a significant decrease in AuMt1 of the signal associated with C–O group. Comparing the percentage contributions of each group, obtained from the deconvolutions (Additional file 1:Table S2), we see that in AuMt2 contribution of C–O signal is 27.8% while in AuMt1 is 16.6%. This difference can be explained in terms of the oxide-reduction reaction that gives rise to the process of AuNP formation. The synthesis of AuMt1 is added twice the metal precursor (HAuCl₄ is 0.01 M) than in synthesis of AuMt2. In both cases, the same amount of extract is used as a reducing agent, so in AuMt1, more hydroxyl groups (−C–OH) are consumed to reduce a greater number of Au ³⁺ ions. Thus, a decrease of C–O signal in AuMt1 confirms that hydroxyl groups participate in the synthesis reaction. High-resolution XPS of O 1s revealed that carbonyl C=O is the most abundant group (Additional file 1:Figure S4 and Table S2). In addition, the content of the C=O group is higher in the AuMt1 sample, which confirms what was previously discussed.

XPS spectra of AuMt1 and AuMt2. 아 , d Survey spectra, b , e Au4f high resolution, and c , f C1s high resolution

XPS and FTIR indicate that AuMtNPs interact mainly with carbonyl groups (ketones) in addition to hydroxyl groups of Mimosa tannins, saponins, and other molecules that participate in the reduction of Au ³⁺ Au ⁰ 으로 and stabilization of AuMtNPs [63, 67, 68].

Transmission Electron Microscopy

AuMt1 TEM micrographs are shown in Fig. 5a, b and AuMt2 in Fig. 5d, e showing products’ shape distribution. AuMt1 has the biggest diversity in shapes. AuMt shape is determined by the relationship between the variation of metal precursor concentration and Mt extract at a fixed concentration. In this case, NPs were observed without cleaning the extract to observe the interaction that forms around the AuMt. As observed in the micrographs, an extract is placed on the surface; however, NPs are kept dispersed and no aggregation is shown. Figure 5c, f show size distribution for each sample, and AuMt1 have an average size dispersion of 40 nm and AuMt2 of 150 nm.

Size distributions by TEM. 아 , b , ㄷ AuMt1 and d , e , f AuMt2

In Fig. 6a, AuMt TEM micrographs were also analyzed by EDS (Fig. 6b), which showed Au presence. Other chemical elements such as Cl, O, and Ca, on EDS spectrum, come from the extract that surrounds NPs. According to the crystallographic tab (JCPDS file:04-0784), the obtained distances between 2.35 and 2.03 Å (Fig. 6c) correspond to Au crystalline planes (111) and (200).

Nanostructural characterization of AuMt. 아 TEM, b EDS, c single HRTEM, and FFT and d XRD

X-ray Diffraction (XRD)

Figure 6d shows the characteristic AuMt XRD diffraction peak at 2Ɵ , which are in 38.17, 44.37, 64.81, and 77.66 ^o corresponding with the planes (111), (200), (220), and (311), respectively; these planes correspond with the face-centered cubic Au (space group Fm ³ m, JCPDS File No. 89-3722). High Score Plus and Origin software were used for the analysis [69].

Biological Tests

Cytotoxicity by MTT and Live/Dead Assay

To evaluate AuMt1 and AuMt2 toxicity, tests were performed on HUVEC cells using MTT. Four concentrations and two times for both materials were evaluated. In Fig. 7a, it is observed that at 24 h for AuMt1, cell viability decreases between 10 and 20%, only in concentrations higher than 25 μg/mL. For AuMt2, a similar effect is obtained in cell viability; however, the concentration of 100 μg/mL seems to have no effect on these tests. In Fig. 7b, MTT tests at 48 h for AuMt1 and AuMt2 are shown. For AuMt1, it is easy to notice that concentration with the greatest effect is 50 μg/mL, where the viability drops almost 30% compared to the control. The concentration of 50 μg/mL seems to be the concentration with the highest toxic effect; however, when the obtained data were analyzed, it is found that there is no significant difference between the obtained data on 24 and 48 h, a similar result obtained for 100 and 200 μg/mL, Fig. 7c. For AuMt2, a toxic effect between 20 and 30% is observed only on 100 and 200 μg/mL, while 25 and 50 μg/mL show no significant difference, compared to the observed effect at 24 h, Fig. 7d. This seems to correlate with AuMt2 size growth in s-DMEM (Additional file 1:Figure S2) where at a concentration of 100 μg/mL, they begin to aggregate. In the work published by Chandran et al. [70], they used gold nanoparticles coated with branched polyethyleneimine (BPEI), lipoic acid (LA), and polyethylene glycol (PEG), where they see an important toxicity in HUVEC cells by nanoparticles coated with BPEI, which have sizes of 40 and 80 nm, where viability is between 20 and 30%. When these particles are covered with human serum proteins, it is found that toxicity decreases; this is due to the corona effect. Recently, Zhaleh et al. [71] have reported the biogenic synthesis of 40-nm gold nanoparticles using leaf extracts from Gundelia tournefortii L. plant. Interestingly and in contrast to our results, the authors indicate that MTT cell viability tests for these particles in HUVEC, the cell viability was 95% at 1000 μg/mL; however, they do not establish if the low cytotoxicity is due to the fact that there is no material internalization or if the particles are harmless due to protein corona. In this sense, bioreductive compounds present in Gundelia tournefortii L extract are different from those reported for Mimosa tenuiflora extract (Additional file 1:Figure S3). Thus, the interactions of these two nanoparticle systems with proteins present in FBS are very different, which may explain the differences in cytotoxic responses.

Viability assay using MTT in HUVEC cell. 아 For 24 h and b 48 h. 0ne-way ANOVA analysis with (*p <0.05). Comparison between 24 and 48 h for c AuMt1 and d AuMt2 with ANOVA analysis with Tukey tests (n.s. no significance and (*p  < 0.05))

As mentioned above, AuMt1at a 50-μg/mL concentration shows the highest toxicity and cellular uptake. We believe that toxicity may be due to the fact that the nanomaterial has a low affinity to s-DMEM proteins, since it has only 16.6% of hydroxyl groups on the surface to promote hydrogen bonding with S-DMEM proteins. The fact that the material toxicity decreases as AuMt1 concentration increases may be due to a cellular detoxification response, like an exocytosis caused by high intracellular content of gold [70]. For AuMt2, the toxicity effect at 100 and 200 μg/mL may be due to nanomaterial agglomeration, which could be attaching to the membrane causing adverse effects for the cells; however, more experiments are required to confirm this hypothesis.

Only one concentration (50 μg/mL) was chosen to be evaluated by live/dead fluorescent dye; this is due to the purpose of confirming the MTT results and later analyzing the metallic NP internalization in HUVEC cells, avoiding a field saturation by NPs. When cells were stained with live/dead fluorescent dye kit, it was found that a large part of the cell population favorably marked for calcein and just a few for ethidium homodimer, indicating that cell culture is viable, as shown in Fig. 8.

Live/dead assay in HUVEC cells. 아 , d , 및 g with calcein; ㄴ , e , 및 h with ethidium homodimer; 및 c , f , 및 i merge by confocal microscopy

Confocal Laser Scanning Microscopy:Fluorescence of AuMt

In Fig. 9a, d are shown micrographs of AuMt1 and AuMt2 in bright field and in Fig. 9b, e, their corresponding fluorescence, captured by confocal microscopy. Red fluorescence of AuMt (collected emission 650–700 nm) was excited employing 640 nm diode laser, and a mayor size of NPs can be appreciated in AuMt2 sample than AuMt1. In the merge images in Fig. 9c, f, it can be observed how the luminescence comes exclusively from the dark points associated with the NPs. This indicates that the cleaning process effectively removed the extract that is not complexed to the nanomaterial, so there is no background emission. It is interesting to observe that an intense fluorescence of the NPs captured by the confocal system is achieved at a very low excitation power of the laser (below 0.5 mW). So, this NPs system can be fluorescently traced efficiently in cellular systems with little risk of phototoxicity. Some authors have reported fluorescent emission about 610 nm, suggesting intrinsic Au fluorescence [72, 73]. AuNPs emission is related to the core size confinement effect that generates discreet electronic states [74]. However, in our case, the metal surface is covered with flavonoids, which show fluorescence, and when complexing with AuNPs, the fluorescence of both is enhanced. Different authors have reported that fluorescence is largely enhanced by charge transfer from the surface ligands to the metal core via S–Au bonds [75]. It has also been reported that ligands (thiol molecules, DNA oligonucleotides, dendrimers, polymers, peptides, and proteins) affect AuNPs optical and electronic properties since its fluorescent properties can be significantly affected by their surface chemistry [76].

AuMt1 and AuMt2 fluorescence. 아 , d Bright field. ㄴ , e Confocal. ㄷ , f Merge

Cellular Internalization

Cells were also analyzed, by confocal microscopy, after 24 h incubation, with AuMt1 and AuMt2 at a concentration of 50 μg/mL. The nucleus is shown in blue color using DAPI Fig. 10a, and the cytoskeleton structure was stained with anti-beta actin in green color Fig. 10b and merge Fig. 10c. The observed micrographs were obtained through 3 different channels on separate tracks, where the excitation wavelengths were 405, 488, and 640 nm for DAPI, anti-beta actin, and AuMt, respectively.

AuMt1 and AuMt2 cellular internalization. 아 , d , 및 g with DAPI; ㄴ , e , 및 h with beta-actin; 및 c , f , 및 i merge by confocal microscopy

As previously described, cells were also analyzed by confocal microscopy, for AuMt1 and AuMt2 internalization, at a concentration of 50 μg/mL. Confocal micrographs show that AuMt are internalized in HUVEC cells cytosolic space, and many of these particles are surrounding the nucleus, without being internalized in it. When not observing particles in the nucleus, a more meticulous analysis was carried out, by cell orthogonal projection and a 3-D reconstruction. Observing the micrographs of both reconstructions, it is possible to notice that AuMt is distributed differentially. In Fig. 11a, b for AuMt1, it can be observed that a material is dispersed in the cytoplasm, while in AuMt2, the material is concentrated in the nuclear periphery, as shown in Fig. 11c, d. We were not able to find NPs in the nucleus, and this suggests that the nanomaterial has little or no genotoxic potential, since it has no way of interacting with nuclear DNA, which is a quality for a nanocarrier. Efficient cellular uptake depends on NP size, shape, charge, and coating, the parameters that can affect their interactions with cell proteins. The fact that polyphenolic compounds are found on AuMt surface could facilitate the nanomaterial internalization, which would make it a candidate as a possible pharmacological nanocarrier [77,78,79].

Orthogonal projections and 3-D images. 아 , ㄷ AuMt1 and AuMt2 cellular internalization analysis through orthogonal projection and b , d 3-D reconstruction by confocal microscopy

The obtained results for an AuMtNP cellular uptake in HUVEC by a confocal microscopy at 50 μg/mL suggests that AuMt1 interacts with the cells in a greater quantity than AuMt2 in a 3:1 ratio, as seen in Additional file 1:Figures S5–S7. If we consider that protein corona in AuMt1 is 9.1 nm smaller than in AuMt2, we can suggest that AuMt1-efficient internalization by HUVEC cells is given by a combination of factors such as AuMt1 smaller size, the highest absolute value of z potential and the lower thickness of protein corona. This indicates a poor protein coverage that allows partial exposure of the nanoparticle surface, which is rich in extract molecules. Therefore, nanoparticles can interact by means of extract molecules with surface-specific membrane receptors that facilitate the internalization of AuMt1.

Catalytic Tests

Catalysis

Analysis of catalytic reaction was realized to calculate the degradation percentage ( %D) using the Eq. (5):

using the A ₀ absorbance at t  = 0 and A is the absorbance at time t . Langmuir-Hinshelwood equation was used to calculate the slope of the regression plot \( \ln \left(\frac{A}{A_0}\right) \) versus irradiation time [80], which is expressed in Eq. (6) and K is the first-order rate constant of the degradation ratio:

For the analysis of catalytic activity on MB degradation, the absorbance at 660 nm was monitored. Figure 12 shows the AuMt1 and AuMt2 catalytic activity, where a decrease on maximum absorption of MB is observed as time progresses Fig. 12a, d. MB degradation and its conversion to leucomethylene is confirmed by progressive decreases of the absorbance at 292, 614, and 660 nm correspond to MB and by the increase in time of the absorbance at 256 nm associated with leucomethylene. Homogeneous catalysis reaches a 50% MB degradation at 190 s Fig. 12b, while the degradation ratio K for the total process is 8.24 × 10 ⁻³ s to AuMt1 Fig. 11c. AuMt2 reaches a 50% of MB degradation in 400 s, Fig. 12e, and K takes the value of 3.54 × 10 ⁻³ /s, Fig. 12f.

AuMt1 and AuMt2 Catalysis. 아 , d UV-Vis spectra. ㄴ , e Percentage. ㄷ , f Ratio of MB degradation

On this way, AuMt1 have a more efficient response than AuMt2. We observed a size-dependent effect (AuMt) in degradation ratio [81], and a total surface area of NPs is inversely proportional to the NP size [37]. Table 2 shows a comparison between different green syntheses of AuNPs and their K obtained in size function.