녹차 추출물로 환원한 금 나노입자의 형태 의존적 세포독성 및 암세포 내 세포 섭취

요약

본 보고서에서는 키토산으로 캡핑된 세 가지 다른 형태의 금 나노입자(나노구체, 나노스타, 나노로드)를 합성하여 암세포에서 형태가 세포독성과 세포 섭취에 미치는 영향을 조사했습니다. 녹차 추출물을 환원제로 사용하여 금염을 금 나노구체로 환원했습니다. 금 나노스타는 제조된 나노구체 용액을 종자 용액으로 사용하여 제조했습니다. 금 나노로드는 통상적인 방법으로 합성했습니다. 세 가지 유형의 금 나노입자 모두 UV-가시광 분광광도법에서 고유한 표면 플라즈몬 공명 밴드를 보였습니다. 고해상도 투과 전자 현미경(HR-TEM) 이미지에서 세 가지 형태 모두에서 격자 구조가 명확히 관찰되어 나노입자의 결정성을 확인했습니다. 키토산 캡핑 후 세 가지 콜로이드 용액 모두 다양한 용액에서 콜로이드 안정성을 유지했습니다. 세포독성 평가를 위해 3-(4,5-디메틸티아졸-2-일)-2,5-디페닐테트라졸륨 브로마이드(MTT) 분석을 4가지 암세포주에 수행했습니다. 세포독성은 나노로드에서 가장 높았고, 그 다음 나노스타, 마지막으로 나노구체 순이었습니다. 인간 간세포암 세포(HepG2)에서 금 나노입자의 세포 섭취를 측정했으며, 결과는 나노구체 > 나노로드 > 나노스타 순이었습니다. 본 연구 결과는 나노의학 분야에서 약물 전달체로서 금 나노입자의 형태 설계에 도움을 줄 수 있습니다.

서론

식물은 플라보노이드, 사포닌, 알칼로이드, 스테로이드, 쿠마린, 탄닌, 페놀, 테르페노이드, 탄수화물, 단백질, 아미노산을 포함한 천연 1차 및 2차 대사산물을 함유합니다. 최근 식물 추출물이 금, 은, 산화티타늄, 구리, 팔라듐, 산화아연, 백금 나노입자 같은 금속 나노입자 합성에 특히 활용되고 있습니다[1]. 다양한 식물화학물질이 금속 염을 금속 나노입자로 전환하는 환원제로서 적극적으로 참여합니다. 또한 식물 추출물은 금속 나노입자의 용액 내 콜로이드 안정성을 유지하는 안정화제 역할을 합니다. 화학적 환원제는 일반적으로 생물체에 유해하고 독성이 있습니다. 대조적으로 식물 추출물을 이용한 금속 나노입자 합성은 그린, 친환경, 지속 가능합니다. 줄기, 과일, 씨앗, 잎, 꽃 등 다양한 식물 부위가 금속 나노입자 합성에 이용됩니다[1, 2]. 식물 추출물을 환원제로 사용한 금 나노입자(AuNPs) 그린 합성에 대한 광범위한 리뷰가 있습니다[2,3,4]. 이 그린 전략을 사용하면 합성 단계가 한 단계, 한 팟에서 수행됩니다. 또한 공정이 단순, 용이, 비용 효율적, 친환경적입니다. AuNPs의 크기, 형태, 표면 지형은 금염과 추출물 농도, 반응 시간, 반응 온도, 용액 pH에 의존합니다. UV-가시광 분광광도법, X선 회절, 푸리에 변환 적외선 분광법(FT-IR), 투과 전자 현미경(TEM), 원자력 현미경(AFM), 주사 전자 현미경(SEM), 동적 광산란(DLS) 및 제타 전위 측정을 포함한 분광학적 및 현미경 기술이 AuNPs 특성화에 사용됩니다. 이러한 그린 AuNPs는 촉매, 항산화제, 항균 및 항암제로 적용됩니다[5,6,7,8].

저자들의 실험실에서 식물 추출물(Artemisia capillaris, Leonurus japonicus, Polygala tenuifolia, Caesalpinia sappan, Bupleurum falcatum, Garcinia mangostana)을 환원제로 사용하여 AuNPs와 은 나노입자(AgNPs)를 그린 합성했습니다[9,10,11,12,13,14,15,16,17,18]. A. capillaris 지상부를 추출하여 AgNPs와 AuNPs 합성에 사용했습니다[9, 15, 16]. 제조된 AgNPs는 추출물 단독 대비 Escherichia coli, Enterobacter cloacae, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella aerogenes, Klebsiella oxytoca에 대해 우수한 항균 활성을 보였습니다[15]. 이 결과는 AgNPs와 추출물의 결합이 시너지 효과로 항균 활성을 강화함을 시사했습니다. 흥미롭게도 세틸트리메틸암모늄 브로마이드 존재 하 A. capillaris로 합성된 AgNPs는 메티실린 내성 Staphylococcus aureus에 대한 항균 활성을 보였습니다[16]. 또한 A. capillaris로 합성된 AuNPs는 4-니트로페놀 환원 반응에 대한 촉매 활성을 보였습니다[9]. L. japonicus 추출물은 현저한 항균 활성 강화 AgNPs 합성에 사용되었습니다[10]. 그람음성균에 대한 항균 활성이 그람양성균보다 더 큼을 관찰했습니다. P. tenuifolia 뿌리 추출물도 AuNPs와 AgNPs 합성에 사용되었습니다[11, 17]. P. tenuifolia 추출물로 합성된 AuNPs와 AgNPs에서 각각 강화된 항응고 활성과 항균 활성이 관찰되었습니다. 가장 흥미롭게는 C. sappan 추출물로 합성된 AgNPs가 메티실린 내성 S. aureus에 효과적인 항균 활성을 보였습니다[18]. G. mangostana 추출물은 비대칭 아령 모양 AgNPs를 생성하여 세포자멸사 효과를 보였습니다[14].

이전 보고들은 차 잎 추출물을 사용한 AuNPs와 AgNPs 그린 합성을 조사했습니다[19,20,21,22,23]. Kamal 등은 25 nm AgNPs 성공적 합성을 보고했습니다[19]. 다른 보고에서는 차 잎 추출물로 20-90 nm 구형 AgNPs 합성[20]. 합성된 AgNPs는 E. coli에 약간의 항균 활성을 보였습니다. Loo 등은 차 잎 추출물로 3.42~4.06 nm 구형 AgNPs를 제조했습니다[21]. Vaseeharan 등은 차 잎 추출물로 항균 AgNPs 합성[22]. 합성된 AgNPs는 병원성 Vibrio harveyi 감염에 효과적이었습니다. Begum 등은 홍차 잎 추출물로 AuNPs와 AgNPs 모두 합성했습니다[23]. 현재까지 차 잎 추출물로는 주로 구형 AgNPs가 합성되었습니다.

본 보고서에서는 AuNPs의 캡핑제로 키토산을 사용했습니다. 키토산은 높은 생체적합성, 낮은 알레르기성, 생분해성, 낮은 독성으로 약물/유전자 전달체로 탐구되어 왔습니다[24,25,26]. 키토산은 게, 랍스터, 새우 같은 곤충과 갑각류 외골격에 풍부한 키틴에서 유래합니다. 키틴은 β(1-4) 글리코시드 결합으로 연결된 N-아세틸-D-글루코사민으로 구성된 다당류입니다. 키토산은 키틴의 불균일 N-탈아세틸화 공정으로 얻을 수 있습니다. 키토산 자체는 항균, 항진균, 항종양, 항산화 활성을 가집니다[25]. 캡핑제로 키토산은 정전입체적 메커니즘으로 AuNPs와 직접 접촉합니다[26]. 키토산 나노입자는 세포독성 수정 없이 A549 세포의 세포 섭취 메커니즘에 영향을 미칩니다[24]. 또한 키토산의 탈아세틸화 정도가 분자량보다 세포 섭취와 세포독성에 더 영향력이 있습니다[24].

대부분 연구는 차 잎 추출물을 사용한 구형 AgNPs 합성에 집중되어 왔습니다. 본 보고서에서는 녹차 잎 추출물을 사용하여 금 나노구체와 나노스타를 합성했습니다. 나노구체는 나노스타의 종자 매개 합성을 위한 종자로 사용했습니다. 비교를 위해 나노로드는 일반적인 통상적 방법[27]으로 합성했습니다. 세 가지 다른 형태의 AuNPs(나노구체, 나노스타, 나노로드)를 키토산으로 캡핑하여 생체적합성과 콜로이드 안정성을 높였습니다. 이 AuNPs를 UV-가시광 분광광도법, 고해상도 투과 전자 현미경(HR-TEM), FT-IR로 특성화했습니다. 키토산 캡핑 전후 동적 광산란(DLS) 수동 크기 측정과 제타 전위 측정을 수행했습니다. 염 용액, 완충액, 세포 배양 배지에서 콜로이드 안정성을 평가했습니다. 세포독성 측정을 위해 MTT 분석을 4가지 암세포(AGS 인간 위암 세포, HeLa 인간 상피 자궁경부 선암 세포, HepG2 인간 간세포암 세포, HT29 인간 결장직장 선암 세포)에 적용했습니다. HepG2 세포에서 AuNPs 세포 섭취를 유도 결합 플라즈마 발광 분광법(ICP-OES)과 레이저 절제 유도 결합 플라즈마 질량 분석법(LA-ICP-MS)으로 정량 측정했습니다.

재료 및 방법

재료 및 기기

클로로아우르산 삼수화물(HAuCl₄·3H₂O), 세틸트리메틸암모늄 브로마이드(CTAB), 키토산(새우 껍질 유래, ≥75% 탈아세틸화), 3-(4,5-디메틸티아졸-2-일)-2,5-디페닐테트라졸륨 브로마이드는 Sigma-Aldrich(St. Louis, MO, USA)에서 구입했습니다. 기타 모든 시약은 분석용이었습니다. Shimadzu UV-1800 또는 UV-2600 분광광도계로 석영 큐벳(Shimadzu Corporation, Kyoto, Japan)에서 UV-가시광 스펙트럼을 획득했습니다. DLS 수동 크기 측정과 제타 전위 측정은 NanoBrook 90Plus Zeta(Brookhaven Instruments Corporation, New York, USA)로 수행했습니다. Varian 640 IR로 KBr 디스크법으로 시료를 준비하여 FT-IR 스펙트럼을 획득했습니다(Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). HR-TEM 이미지는 300 kV로 작동하는 JEM-3010으로 획득했습니다(JEOL, Tokyo, Japan); 시료를 탄소 코팅 구리 그리드(탄소 타입-B, 300 메쉬, Ted Pella, Redding, CA, USA)에 올리고 37°C에서 24시간 오븐 건조했습니다. 초음파는 모델 WUC-A22H 사용(Daihan Scientific Co. LTD., Seoul, Republic of Korea). Centrifuge 5424R(Eppendorf AG, Hamburg, Germany)과 FD8518(IlshinBioBase Co. LTD., Gyeonggi, Republic of Korea)을 각각 원심분리와 동결건조에 사용했습니다. AuNPs 세포 섭취를 위해 Optima 8300 ICP-OES(PerkinElmer, Waltham, MA, USA)와 J200 Tandem LA-ICP-MS(Applied Spectra, Fremont, CA, USA)를 사용했습니다.

녹차 추출물 제조

한국 하동 녹차 연구소(Hadong, Gyeongnam, Republic of Korea)에서 건조 녹차 잎을 기증받았습니다. 블렌더로 건조 잎을 분말화했습니다. 탈ion수(2 L)와 분말 잎(200 g)을 혼합하여 추출했습니다. 실온에서 초음파로 1시간, 3회 반복 추출을 진행했습니다. Whatman 여과지로 불용성 물질을 제거하기 위해 수용액을 여과했습니다. 이후 원심분리(3,000g, 18°C, 25분)하고 상등액을 수집했습니다. 수집된 상등액을 주사기 여과하고 여과액을 동결건조했습니다. 동결건조 물질을 탈ion수에 녹여 후속 그린 합성을 위한 2% (w/v) 최종 농도의 스톡 용액을 제조했습니다.

추출물을 이용한 금 나노구체 합성

나노구체 합성 공정은 그림 1a에 나와 있습니다. 이전 섹션에서 설명한 스톡 용액을 합성에 사용했습니다. 유리 바이알에 추출물(최종 농도 0.03%)과 클로로아우르산 삼수화물(최종 농도 0.5 mM)을 혼합하고 수산화나트륨(최종 농도 1 mM)을 첨가했습니다. 탈ion수로 최종 부피 2 mL가 되게 했습니다. 80°C 건조 오븐에서 2시간 인큐베이션했습니다. 나노구체의 표면 플라즈몬 공명(SPR)은 300~800 nm 범위에서 UV-가시광 스펙트럼 획득으로 모니터링했습니다. 이 나노구체는 다음 섹션에서 설명할 나노스타 합성의 종자로도 사용되었습니다.

금 나노스타 합성

나노스타 합성 공정은 그림 2a에 나와 있습니다. 이전 섹션에서 합성된 나노구체(50 µL)를 자석 교반기로 750 rpm 교반하며 상온에서 가열판 위에 두었습니다. 클로로아우르산 삼수화물(0.25 mM, 5 mL)을 이 용액에 첨가했습니다. 15초 후 두 용액을 동시에 첨가했습니다: 질산은(1 mM, 50 µL)과 아스코르브산(신선 제조, 100 mM, 25 µL). 이후 750 rpm으로 5분간 교반했습니다. 300~1100 nm 범위에서 UV-가시광 스펙트럼을 획득했습니다.

금 나노로드 합성

나노로드 합성 공정은 그림 3a에 나와 있습니다. 금 나노로드 합성을 위해 종자 매개 합성을 이전 보고에 따라 약간 수정하여 수행했습니다[27]. 성장 용액은 다음과 같이 제조했습니다. 20 mL 유리 바이알에 클로로아우르산 삼수화물(10 mM, 500 µL)과 CTAB(100 mM, 9.5 mL)를 혼합했습니다. 용액은 황갈색이었습니다. 다음 아스코르브산(신선 제조, 100 mM, 55 µL)을 첨가하고 황갈색에서 무색으로 변할 때까지 교반했습니다. 질산은(10 mM, 100 µL)을 첨가하고 10초간 흔들었습니다. 이 최종 용액을 성장 용액으로 표시했습니다. 종자 용액은 다음과 같이 합성했습니다. 20 mL 유리 바이알에 클로로아우르산 삼수화물(10 mM, 250 µL)과 CTAB(100 mM, 9.75 mL)를 혼합했습니다. 그런 다음 얼음처럼 차가운 신선 제조 붕소수소화나트륨(10 mM, 600 µL)을 첨가하고 2분간 볼텍싱했습니다. 이 용액을 종자 용액으로 표시했습니다. 종자 용액(12 µL)을 이전에 합성한 성장 용액과 혼합했습니다. 400~900 nm 범위에서 UV-가시광 스펙트럼을 획득했습니다.

나노구체, 나노스타, 나노로드 키토산 캡핑

키토산 캡핑은 AuNPs의 콜로이드 안정성과 생체적합성 향상을 위해 사용했습니다. 키토산을 1% 아세트산에 녹이고 최종 농도를 0.01%로 조절했습니다. 초음파로 키토산을 완전히 녹여 이 용액을 후속 절차의 키토산 캡핑용 스톡 용액으로 사용했습니다. 이전에 합성된 나노구체와 나노스타 모두 키토산 스톡 용액(0.01%)으로 캡핑했습니다. 키토산 스톡 용액(30%, v/v)을 AuNP 용액(70%, v/v)과 혼합했습니다. 혼합물을 900 rpm으로 2시간 교반하여 키토산 캡핑을 완료했습니다. 나노로드의 경우 과량 CTAB이 사용되었으므로 원심분리(14,000 rpm, 15분, 25°C)로 CTAB을 제거했습니다. 나노로드를 펠릿에서 회수하고 위와 같이 키토산 캡핑을 수행했습니다. 이후 UV-가시광 스펙트럼을 획득했습니다.

콜로이드 안정성 평가

나노입자의 콜로이드 안정성은 진단 및 치료 응용에 중요한 관심사입니다. 다음 6가지 용액으로 콜로이드 안정성을 테스트했습니다: (i) 탈ion수, (ii) NaCl (5%), (iii) PBS (pH 7.4), (iv) BSA (5%), (v) DMEM, (vi) 완전 배지(DMEM + 10% FBS). 각 유형 AuNPs를 테스트 용액과 혼합한 후 UV-가시광 스펙트럼을 획득했습니다; 결과는 표 2와 그림 8에 나타냈습니다. 세 가지 유형 AuNPs 모두에서 UV-가시광 스펙트럼에서 적색 또는 청색 이동과 함께 흡광도 감소(하이포크로믹 이동)가 관찰되었습니다(그림 8a, c, e). 스펙트럼 형태가 유지되고 콜로이드 용액의 응집이 관찰되지 않았습니다(그림 8b, d, f). 이 결과는 위에서 언급한 테스트 용액에서 콜로이드 안정성이 상당히 잘 유지됨을 입증했습니다.

표 2에서 하이포크로믹 이동은 원래 용액 흡광도를 100%로 설정한 유지 흡광도 백분율로 표현했습니다. 세 가지 AuNPs 모두에서 완전 배지가 이후 세포독성 실험에 사용되었으며 가장 좋은 콜로이드 안정성을 보였습니다: 나노구체(65.3%), 나노스타(93.4%), 나노로드(80.2%). 단백질 용액인 BSA(5%)도 합리적인 콜로이드 안정성을 제공했습니다: 나노구체(61.8%), 나노스타(70.2%), 나노로드(72.0%). 이 결과는 나노입자를 덮는 단백질이 키토산 캡핑과 함께 AuNPs의 콜로이드 안정성에 추가적인 유익한 효과가 있음을 나타냅니다. 키토산 캡핑 없는 나노구체의 콜로이드 안정성도 평가했습니다(그림 8g, h). 모든 용액이 하이포크로믹 이동을 유도했습니다. 테스트된 용액 중 NaCl(5%)만이 큰 적색 이동과 하이포크로믹 이동을 보였습니다.

세포독성

MTT 분석으로 4가지 암세포 유형(AGS, HeLa, HepG2, HT29)에 대한 세포독성을 측정했습니다(그림 9). 세 가지 유형 AuNPs 모두의 세포독성은 Au 농도에 의존했습니다. 4가지 세포 유형 중 HepG2 세포에서 가장 높은 세포독성이 관찰되었습니다. 또한 나노로드가 4가지 세포 유형 모두에 대해 가장 높은 독성을 보였고, 그 다음 나노스타, 마지막으로 나노구체 순이었습니다. 구체적으로 나로드는 매우 높은 독성을 보여 낮은 Au 농도 범위에서의 세포독성도 평가했습니다(그림 9e). 8 µM Au 농도에서도 나노로드는 농도 의존적 세포독성을 보였습니다. HepG2 세포에 대해 IC₅₀ 값은 나노구체 127.1 µM Au, 나노스타 81.8 µM Au, 나노로드 22.7 µM Au였습니다. 따라서 나노로드가 HepG2 세포에 대해 가장 세포독성이 강했고, 그 다음 나노스타, 나노구체가 가장 낮았습니다.

AuNPs의 세포독성은 크기, 형태, 표면 전하에 영향을 받는다고 보고되었습니다[29, 30]. Favi 등은 두 세포 유형(인간 피부 섬유아세포와 쥐 지방 패드 내피세포)에 대해 Au 나노구체(61 nm)와 Au 나노스타(34 nm) 세포독성을 조사했습니다[31]. 두 세포 유형 모두에서 나노구체는 40 µg/mL, 나노스타는 400 µg/mL에서 치사 농도를 보였습니다. 그들의 결과는 나노구체가 나노스타보다 더 세포독성이 강함을 시사하며, 크기, 형태, 표면 화학이 AuNPs 세포독성에 가장 영향력이 있을 것임을 나타냅니다. Woźniak 등은 다양한 형태의 AuNPs 세포독성을 HeLa와 HEK293T(인간 배아 신장 세포)에 대해 보고했습니다[30]: 나노구체(~10 nm), 나노플라워(~370 nm), 나노로드(~41 nm), 나노프리즘(~160 nm), 나노스타(~240 nm). 흥미롭게도 나노구체와 나노로드가 나노플라워, 나노프리즘, 나노스타보다 더 세포독성이 강했습니다. 저자들은 나노입자의 작은 크기와 응집 과정이 그들의 연구에서 나노구체와 나노로드 세포독성의 주요 동력이라고 설명했습니다. 실제로 많은 연구가 AuNPs 크기 효과가 세포독성에 미치는 영향을 다루었습니다[32, 33]. AuNPs가 작아질수록 세포 내 섭취가 증가합니다. 이 높은 섭취는 세포 내 더 높은 AuNPs 농도로 이어져 세포에 대한 더 높은 세포독성을 초래합니다. 그러나 낮은 농도의 세포 내 AuNPs도 높은 세포독성을 보입니다[34]. 세포 내 AuNPs 농도가 세포독성에 영향을 미치지만, AuNPs의 특성을 고려하고 이해하는 것이 중요합니다. Tarantola 등은 두 가지 다른 형태 AuNPs(나노구체 43 nm, 나노로드 38×17 nm) 세포독성을 상피세포에서 평가했습니다[35]. 나노구체가 나노로드보다 더 세포독성이 강했습니다. 또한 나노구체는 전기-세포 기판 임피던스 센싱으로 측정된 상피세포 막 기능 장애를 유도했습니다[35]. 앞서 논의한 바와 같이 다양한 형태 AuNPs의 다양한 세포에서 세포독성을 조사하는 많은 연구가 현재 진행 중입니다. AuNPs 형태가 동일하더라도 많은 요인이 여전히 AuNPs 세포독성에 영향을 미칩니다. 세포독성 평가 시 크기, 형태, 물리화학적 표면 특성, 농도, 노출 시간, 세포 유형도 고려해야 합니다[34, 36,37,38]. AuNPs 특성 외에도 세포막 파괴, 산화 스트레스, 세포골격 파괴, 미토콘드리아 기능 상실 같은 세포독성 메커니즘도 중요합니다[38, 39]. 현재 자가포식과 라이소좀 기능 장애가 나노물질 세포독성 설명으로 부상하고 있습니다[40]. 라이소좀에서 나노물질은 라이소좀-철 매개 산화 스트레스와 카텝신 및 기타 관련 라이소좀 가수분해효소 방출로 세포독성을 유도하여 미토콘드리아 기능 장애와 세포 사멸을 초래합니다. 현재 보고서에서 나노로드가 테스트한 4가지 암세포 유형에 대해 가장 세포독성이 강했습니다. 따라서 향후 연구에서 세포독성의 상세 메커니즘을 조사할 예정입니다.

HepG2 세포에서 세포 섭취

HepG2 세포가 4가지 암세포 유형 중 가장 높은 세포독성을 보였으므로 이 세포 유형을 세포 섭취 평가에 선택했습니다. ICP-OES와 LA-ICP-MS 두 기기로 세포 내 Au 농도를 정량 분석했으며 결과는 그림 10에 나타냈습니다. 4가지 암세포 유형 중 어느 것에서도 독성이 관찰되지 않은 5 µM Au 농도를 세포 섭취 평가에 사용했습니다. 섭취율은 나노구체(58.0%)가 가장 높았고, 그 다음 나노로드(52.7%), 나노스타(41.5%) 순이었습니다. 이전 섹션에서 세포독성이 입자 형태 의존적임(나노로드 > 나노스타 > 나노구체)을 나타냈습니다. 그러나 세포 섭취 순서(나노구체 > 나노로드 > 나노스타)는 세포독성 순서와 일치하지 않았습니다. 나노구체 세포 섭취가 가장 높았으나 이들 입자의 세포독성은 가장 낮았습니다. 이 결과는 높은 세포 섭취가 항상 높은 세포독성을 유도하지 않음을 시사합니다. 앞서 언급한 바와 같이 크기, 형태, 물리화학적 표면 특성, 농도, 노출 시간, 세포 유형 등 다양한 요인이 세포독성 영향에 중요합니다.

세 가지 유형 AuNPs의 상이한 섭취 정도(41.5~58.0%)는 열역학적 구동력 하 래핑(막이 나노입자를 감싸는 방식)과 수용체 확산 속도론 간의 경쟁에 의존할 수 있습니다[41, 42]. Chithrani와 Chan은 트랜스페린 코팅 Au 나노구체와 Au 나노로드의 HeLa 세포 섭취를 비교했습니다[42]. 같은 크기(나노구체 직경과 나노로드 폭이 같은 값)에서 나노구체가 나노로드보다 높은 섭취를 보였습니다. 이 결과는 현재 보고서에서 나노구체의 나노로드 대비 높은 섭취 관찰과 일치합니다. 나노로드 섭취에서 폭이 길이보다 더 중요하며, 종횡비 증가는 섭취율을 감소시킵니다[42]. 나노스타 크기는 99.0 ± 47.0 nm로 세 가지 AuNPs 중 가장 큰 입자였습니다. 큰 나노입자(>50 nm)의 경우 느린 수용체 확산 속도론이 짧은 래핑 시간을 유도합니다[42]. 따라서 큰 나노입자의 세포 섭취는 낮습니다. 즉, 현재 보고서의 나노스타입니다. 키토산은 AuNPs 캡핑에 사용되어 콜로이드 안정성과 생체적합성을 높였습니다. 키토산 캡핑은 세포 표면 수용체와 상호작용하여 AuNPs 세포 섭취에도 역할을 할 수 있습니다. 상세한 메커니즘 연구가 이 문제를 규명하기 위해 필요합니다.

결론

나노기술의 지속적인 발전은 약물 전달 캐리어나 항암제 같은 생리활성 화합물 전달체 등 성공적 응용을 위한 나노입자의 정교한 형태와 크기 설계를 요구합니다. 녹차 추출물을 그린 환원제로 사용하여 Au 나노구체와 나노스타를 합성했습니다. 흥미롭게도 나노로드 세포독성이 나노구체와 나노스타보다 높았으며, 나노구체가 4가지 암세포 유형에 대해 가장 낮은 세포독성을 보였습니다. HepG2 세포 세포 섭취는 형태와 크기에 의존할 가능성이 높으며, 나노구체가 가장 높은 섭취를, 나노스타가 가장 낮은 섭취를 보였습니다. 크기와 형태 최적화를 표면 수정 및 기능화와 함께 수행하면 나노의학 미래 활용을 위한 나노입자 개발로 이어질 것입니다.